Composición florística y estructura de dos parcelas permanentes en bosques secos tropicales en Méndez, Tolima

Study Extent

Durante el mes de agosto se realizó el establecimiento de dos parcelas permanentes para el monitoreo de la vegetación, (1ha cada una) en los bosques secos tropicales con mejor estado de conservación del municipio de Méndez (Tolima).

Sampling

Con base en la metodología para establecimiento de parcelas permanentes de Vallejo et al. (2005) y los ajustes metodológicos propuestos por el IAvH en el (2013), los cuales contienen las técnicas y métodos para realizar el proceso montaje, marcación y medición de la vegetación en parcelas permanentes, se programaron diferentes actividades de campo, en las cuales se realizaron las labores de implementación de estas parcelas y se tomaron los datos de cada uno de los individuos vegetales localizados al interior de estas plataformas de monitoreo.

Quality Control

Antes de incluir la información taxonómica en la base de datos, cada una de las colecciones botánicas de referencia fueron procesadas y curadas en el Herbario Forestal "Gilberto Emilio Mahecha" de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, así como, en el Herbario Federico Medem del IAvH. Se realizó una revisión de los datos tomados en campo a partir del chequeo directo de algunos individuos localizados en las parcelas, donde se revisaron los valores de DAP, Altura, así como, la identificación taxonómica de los individuos muestreados. Ajuste de vocabularios controlados en: Elementos de registros: basisOfRecord, type y collectionID de acuerdo a la naturaleza de los datos; Elementos geográficos: county, municipality, locality

Method steps

1. Antes de iniciar el establecimiento de cada una de las parcelas, fue necesario identificar los materiales requeridos para el desarrollo de las actividades. Estos se relacionan a continuación.
   Material | Convención | Cantidad | Descripción Tubo PVC (1.5"") | m | 36 | Tubos cortados a 1m, color naranja. De la mejor referencia. Tubo PVC (0.5"") | m | 85 | Tubos cortados a 1m, color blanco. De la mejor referencia. Placas de alumínio (3x6 cm) | und | 4000 | Laminas de aluminio calibre 28 o 32, perforación circular de 4mm en un extremo. Pintura de tráfico pesado | gl | 1,5 | Asfáltica color amarillo, de uso vial. Marcadores de golpe (8 mm) - Números | und | 2 | Marcadores en acero con punta numérica para marcaje de placas Marcadores de golpe (8 mm) - Letras | und | 1 | Marcadores en acero con punta numérica para marcaje de placas Martillo | und | 3 | Medianos Velcro doblefas | m | 5 | Cintas para delimitar área de circunferencia de los árboles Cuerda sintética (común para amarrar cajas) | m | 4000 | Cuerda para delimitación y cierre de cuadrantes, resistente y color amarillo Alambre | kg | 5 | Maleable, galvanizado, resistente a ambiente, antioxidante Puntilla acero (2"") | lb | 3 | Acerado para madera (puntilla negra) Puntilla acero (1"") | lb | 3 | Acerado para madera (puntilla negra) Pinceles gruesos (0.5"" Diámetro) | und | 5 | Pinceles tipo brocha (no brocha) Periódico | kg | 5 | Prensar material vegetal Alcohol (75%) | gl | 5 | Preparacion de material vegetal Papel milimetrado | und | 1 | Block de 100 hojas Cuaderno cuadriculado | und | 2 | Pasta dura de 100 hojas c/u (grande) Pegastick | und | 1 | Barra grande Thiner | gl | 2 | Disolvente para pintura Marcadores sharpie | und | 6 | Marcadores permanentes Lápices mirado (mina negra) | und | 12 | Lapiz negro Tajapuntas | und | 6 | N/A Borradores | und | 6 | Borradores de nata Lápiz vidriograf | und | 2 | Etiquetado material botánico Bolsa para alcoholizar (7060cm, Calibre grueso) | und | 12 | Bolsa gruesa para alcoholizar material Bolsa para colecta (3540cm, Calibre grueso) | und | 100 | Bolsa gruesa para trabajo de campo Costal de lona | und | 3 | Costales para colecta de material vegetal Gratas o cepillos de metal | und | 12 | Mango de madera, grata dura Equipo | und | Cantidad | Descripción Cortarramas | und | 1 | Tijera de altura, 12 metros de longitud Tijeras podadoras | und | 2 | Para colecta de material vegetal Cintas diametricas | und | 2 | Medicion de DAP(cm), en caso de no conseguir Barreton / Barra | und | 1 | Apertura de huecos, instalación de tuberia Calibradores | und | 2 | Calibrador pie de rey (Digital) GPS | und | 1 | Navegador submetrico (presición 3m) Camara de fotografia | und | 1 | Digital, memoria de 4 Gb Binoculares | und | 1 | N/A Brujula | und | 1 | Brujula de geología con clinometro
2. Fase 1. Montaje y delimitación de la parcela En esta fase, que dura aproximadamente tres días, con la ayuda de brújulas con clinómetro y cintas métricas, se instalan 36 tubos naranjas de 2.5” distanciados cada 20m y 85 tubos blancos de ½” distanciados cada 10m, con el fin de conformar una grilla de 100x100m, subdividida y diferenciada cada 10 y 20m. A cada uno de estos tubos se les coloca una placa de aluminio calibre 36 con el respectivo código alfanumérico conformado por una letra desde la A hasta a la K y un número de 0 a 10.
3. Fase 2. Marcación y paqueteo Finalizado el montaje de la grilla, se ubican todos los individuos arbóreos y palmas con diámetros superiores a 2.5cm medidos a 1.3m de altura, pintando desde este punto cada una de las circunferencias de los tallos (con pintura amarilla de tráfico pesado). A estos individuos vegetales se le coloca una placa de aluminio calibre 36 con el número consecutivo entre 1 y n (este número se coloca con marcadores de golpe 8mm). Cuando se presentan ramets ó bifurcaciones se conserva el número del individuo y se indica con una letra desde A-Z el distintivo de cada ramet.
4. Fase 3. Toma de datos Posterior a la marcación y numeración, se realiza el censo de todos estos individuos, tomando como variables de medida el diámetro a la altura de 1.3 (con algunas excepciones donde se presentaban nudos, cicatrices, malformaciones, ect.), se estima la altura a la primera ramificación y la altura total, así como la proyección de las copas de cada individuo. En forma adicional, cada uno de los individuos es ploteado en un plano cartesiano 100 x 100 m (en cuadrantes 10x10m) con coordenadas x,y, para su posterior trasformación a coordenadas reales teniendo en cuenta la posición geográfica de la parcela.
5. Fase 4. Colecta de muestras botánicas Una vez finalizada las fases de montaje y delimitación de la parcela, así como de marcación y plaqueteo de cada uno de los individuos y sus respectivos ramets al interior de la parcela y la toma de datos, se inicia la toma de muestras botánicas, muestras de tejidos y rasgos funcionales de las principales especies. Así, durante una semana de trabajo, aproximadamente, se inicia la colecta de ejemplares de herbario de cada una de las especies presentes en la parcela, los cuales son procesados y enviados a los herbarios de referencia, adicionalmente de estas muestras se seleccionan las hojas con mejor estado vegetativo (sin enfermedades, patógenos y hongos, entre otros) y se extrae una muestra de 2cm2 de tejido, los cuales son depositados en sobres con silica gel y enviados al respectivo laboratorio de genética. Conociendo la diversidad de familias, géneros y especies, luego de la colecta, se seleccionan las especies con los mayores valores de frecuencia, abundancia y dominancia, y que recojan una representación del 80% de esta información. A cada una de estas especies se les tomá una muestra de madera (tres individuos por especie), con barreno, manteniendo todos los protocolos e indicaciones para la no afección de los individuos. Estas muestras se preservan para su procesamiento en el laboratorio de maderas y deposito en la xiloteca de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, con la colaboración del docente investigador de esta institución René López.
6. En el marco del contrato 17-17-0069-116PS se realizaron unos cortes anatómicos y se tomaron unas fotografías de los mismos. La metodología utilizada fue: Se realizaron los cortes anatómicos de los planos transversal, tangencial y radial en el micrótomo, en un ancho que osciló de 15 µm hasta 25µm seleccionando los cortes que mostraron de manera más clara los rasgos de diámetro de poros, diámetro de punteaduras, frecuencia de poros, ancho de radios, longitud de radios, frecuencia de radios, grosos de fibras y porcentaje de parénquima.
   Posterior al corte del material se efectuó la tinción de los tejidos siguiendo la metodología aplicando safranina al 0,5% permitiendo la coloración del tejido, y eliminando los residuos con etanol al 96%, para obtener una mejor visualización de las estructuras para los procedimientos posteriores, con los tejidos deshidratados se procedió a sumergirlos en xilol para aclararlos y proceder al montaje en laminillas histológicas, ubicando en láminas porta objetos los cortes de los planos y sellando el montaje con Eukitt como conservante adhesivo. La toma de fotografías se elaboró mediante el software for microscopy Zen 2 acompañado de un microscopio trilocular Axio Lab Zeiss, tomando las fotografías de las estructuras anatómicas de interés conservando el objetivo en el que fue tomada la fotografía. Para el cálculo de los rasgos funcionales de madera correspondientes a densidad anhidra y densidad básica, se realizó la medición sobre la muestra de madera extraído de cada individuo. Se obtiene el valor del volumen fresco de la muestra medida a través del método de desplazamiento de agua, colocando un recipiente con agua sobre una balanza donde el trozo de madera es introducido hasta quedar completamente cubierto, donde el peso del agua desplazada es igual al volumen de la muestra. La muestra se debe secar en el horno a 70 °C por 72 horas. Posterior al secado de las muestras, estas deben ser pesadas para la obtención de un peso anhidro. Densidad básica: Db = (Peso seco de la muestra (g)) / (Volumen fresco de la muestra (cm^3)) Densidad anhidra: Do = (Peso seco de la muestra (g))/ (Volumen seco de la muestra (cm^3)) Los valores presentados para densidad anhidra de la localidad de El vínculo se calcularon con la siguiente ecuación teniendo en cuenta el estado de las muestras. Do = (Db ((g) ⁄cm^3 ))/(1-Db*CHpsf ) Entendiendo CHpsf como contenido de humedad en el punto de saturación de fibras siendo este 28% para estas muestras.
7. En el marco de los contratos 18-18-0130-038PS y 18-18-0130-039PS, se realizo el procesamiento y cuantificación de los rasgos anatómicos de especies leñosas de las parcelas permanentes para el monitoreo de la vegetación del municipio de Méndez, Tolima, donde se realizaron cortes anatómicos de madera para los planos transversal, tangencial y radial en un micrótomo de rotación Leica RM 2255, se prosiguió a realizar el proceso de tinción de los tejidos de madera con safranina a una concentración de 0,5%, eliminando los excesos de colorante con Etanol a dos concentraciones diferentes (75% y 96%), posteriormente se llevo a cabo la deshidratación y aclarado de los tejidos con Xilol para realizar el montaje histológico con el conservante adhesivo Eukitt. Para la cuantificación morfométrica de los rasgos anatómicos de la madera relacionados con las funciones ecológicas de conducción hidráulica, resistencia mecánica y resistencia hidráulica de las muestras de madera se realizó el registro fotográfico de los montajes histológicos en los diferentes planos de la madera en diferentes aumentos mediante el software for microscopy Zen 2 con ayuda de un microscopio trilocular Zeiss de referencia Axio Lab A1. Posteriormente se realizó la cuantificación morfométrica de las muestras de madera en los planos transversal, tangencial y radial con ayuda del software ImageJ, cuantificando 8 rasgos de madera los cuales son: Altura de punteaduras Ancho de punteaduras Apertura de la punteadura Grosor total de la fibra Grosor del lumen de la fibra Densidad de vasos Diámetro de vasos Área de Vasos

Se siguió el sistema de clasificación de APG III (2009) para las Angiospermas. El mayor número de especies por familias botánicas registradas en el recurso son Leguminosae (12), Capparaceae (6), Salicaceae (5), Meliaceae (4), Polygonaceae (4), Rubiaceae (4), Rutaceae (4), Bignoniaceae (3), Euphorbiaceae (3), Anacardiaceae (2), Boraginaceae (2), Cannabaceae (2), Combretaceae (2), Lecythidaceae (2), Malpighiaceae (2), Moraceae (2), Myrtaceae (2), Nyctaginaceae (2), Sapotaceae (2), Violaceae (2), Achariaceae (1), Achatocarpaceae (1), Annonaceae (1), Apocynaceae (1), Burseraceae (1), Cactaceae (1), Celastraceae (1), Lauraceae (1), Malvaceae (1), Polygalaceae (1), Rhamnaceae (1), Ulmaceae (1).

1. Achariaceae
   rank: family
2. Achatocarpaceae
   rank: family
3. Anacardiaceae
   rank: family
4. Annonaceae
   rank: family
5. Apocynaceae
   rank: family
6. Bignoniaceae
   rank: family
7. Boraginaceae
   rank: family
8. Burseraceae
   rank: family
9. Cactaceae
   rank: family
10. Cannabaceae
    rank: family
11. Capparaceae
    rank: family
12. Celastraceae
    rank: family
13. Combretaceae
    rank: family
14. Euphorbiaceae
    rank: family
15. Lauraceae
    rank: family
16. Lecythidaceae
    rank: family
17. Leguminosae
    rank: family
18. Malpighiaceae
    rank: family
19. Malvaceae
    rank: family
20. Meliaceae
    rank: family
21. Moraceae
    rank: family
22. Myrtaceae
    rank: family
23. Nyctaginaceae
    rank: family
24. Polygalaceae
    rank: family
25. Polygonaceae
    rank: family
26. Rhamnaceae
    rank: family
27. Rubiaceae
    rank: family
28. Rutaceae
    rank: family
29. Salicaceae
    rank: family
30. Sapotaceae
    rank: family
31. Ulmaceae
    rank: family
32. Violaceae
    rank: family

Bosques secos tropicales en el municipio de Méndez, Tolima (Región Alto Magdalena)