Estudios bióticos: Plantas, artropofauna edáfica, anfibios y aves del Complejo de Páramos Iguaque Merchán

Study Extent

El Complejo de Páramos Iguaque-Merchán se encuentra situado en la Cordillera Oriental de Colombia. Para la selección y definición de los transectos altitudinales para efectos de este estudio, se buscaron los lugares dentro del complejo que presentaran coberturas vegetales nativas en buen estado de conservación. De esta primera evaluación previa, se estableció que los sectores más conservados, y de mejor acceso del complejo corresponden a los polígonos ubicados en los municipios de Arcabuco y Sotaquirá, en el departamento de Boyacá, y en él se definieron los cinco transectos altitudinales concretamente uno el el municipio de Arcabuco (veredas Rupavita), y cuatro transectos en Sotaquirá (Veredas Carrizal Bajo, Guaguaní y Avendaños ). De este último grupo se ubicaron dos transectos en la vereda Avendaños, por tener mayor extensión de coberturas en buen estado de conservación. De febrero a junio de 2015, se realizó la toma de datos y registro de la información.

Sampling

La metodología del estudio, así como los criterios de de selección del área de muestreo se basó en los lineamientos de la propuesta metodológica elaborada por Marín et al. (2014), realizando ajustes relacionados con el contexto de las áreas de trabajo.

Quality Control

La selección de los sitios de muestreo, estuvo a cargo de los profesionales del Instituto Humboldt y la coordinación del proyecto por parte de Bosques & Semillas. Por parte de la supervisión del contrato, ejercida por el IAvH, se realizaba la verificación y el cumplimiento de la metodología propuesta de toma de datos y registro de información biológica por parte de los investigadores de Bosques & Semillas, al igual del análisis de la información y la discusión de los resultados obtenidos.

Method steps

1. Vegetación Diseño de muestreo: Para la ubicación de las unidades muestreales y el desarrollo de la toma de datos, se empleó un diseño preferencial estratificado, teniendo en cuenta la heterogeneidad observada a nivel biótico y geomorfológico, así como la necesidad de adaptar el tamaño de la muestra a las superficies adecuadas para evitar el submuestreo de los estratos altos o el sobremuestreo de los estratos bajos (Matteucci & Colma 1982).
   Levantamiento de la información: Los datos obtenidos para cada estación provienen de 3 réplicas; parcelas de 4 m x 12,5 m (50 m²) divididas en 5 subparcelas (2,5 m x 4 m) para las estaciones de arbustal y parcelas de 4 m x 25 m divididas en 5 subparcelas (5 m x 4 m) para formaciones de bosque altoandino (Figura 9) . Se tomaron datos altitudinales, posición geográfica (WGS84) y localidad específica, así como la inclinación y la exposición orográfica para cada estación (León 2003). Para estaciones con coberturas en bosque altoandino y de arbustal paramuno se tuvieron en cuenta las variables: a)altura total (m), b) altura a la primera ramificación (m), c)diámetro del tallo a 30 cm de altura (m), d)Cobertura de copa (m²), f) forma de vida y g)estado fenológico. En el caso de individuos ramificados desde la base fue necesario medir cada una de las ramificaciones para después hacer la sumatoria de todas las áreas basales. En zonas de herbazal donde se encontraron individuos de fácil conteo se midieron las variables mencionadas anteriormente; en el caso de especies clonales o de difícil individualización se registraron: a) la altura (m), b) Cobertura relativa de la especie (%) por cada subparcela, c) forma de vida y d) estado fenológico . Para el montaje de las parcelas se trazó una línea recta perpendicular a la pendiente con la ayuda de un decámetro, registrando la información todos los individuos presentes a 2 m de la línea central por cada lado. Cada individuo fue medido con una cinta métrica (cm) en el caso de las variables continuas, mientras que las coberturas se establecían de manera subjetiva por concepto del investigador. Adicionalmente, se tomaron fotografías de las especies presentes en cada una de las parcelas y en las zonas cercanas a estas. Perfiles de vegetación. Se elaboró un perfil vertical a escala de la cobertura de vegetación dominante por cada una de las estaciones establecidas. Para esto cada individuo presente fue ubicado espacialmente por medio de coordenadas (x, y) estimadas en metros con el fin de ubicarlos en el perfil. De las 3 réplicas se escogió la más equitativa en términos de la cantidad y dominancia de las especies. Toma de muestras botánicas: Se realizaron colectas de ejemplares botánicos de acuerdo con los procedimientos estándar para herbarios; el material vegetal se preservó empleando alcoholización con etanol al 70% y secado en horno eléctrico a 70ºC por un mínimo de 12 horas. Un ejemplar de cada muestra colectada fértil, será depositado en la colección FMB en Villa de Leyva
2. Artropofauna edáfica Fase de campo: Se realizaron muestreos con trampas de caída (pitfall) que consistieron en recipientes plásticos de 500 ml de volumen, enterrados a nivel de suelo, los cuales contenían una mezcla de agua, jabón y alcohol etílico al 96%, llenos a media capacidad. Se instalaron 10 trampas (cada trampa correspondió a una unidad muestreal) separadas 5 m entre sí y dispuestas de la manera más lineal posible en cada estación (evitando pérdidas bruscas de altitud). Las trampas operaron durante un periodo de 48 horas. Luego de su recolección se procedió a la limpieza en campo, separación y disposición de las muestras en viales de vidrio con alcohol etílico 70% con sus respectivas etiquetas, para su transporte y posterior análisis en laboratorio. Se realizó el muestreo manual en suelo con esfuerzo de muestreo de 2 horas/hombre por cada estación, cada hora corresponde a una unidad muestreal, y se registran de manera independiente en las bases de datos ( corresponde a colecta manual 1 y colecta manual 2). Fase de laboratorio: Toda la comunidad de edafofauna (Arthropoda) fue estudiada (excepto Acari debido a su dificultad taxonómica) e identificada al nivel familiar y en lo posible al nivel más específico posible. La determinación del material se basó en métodos parataxonómicos, mediante la designación de morfoespecies empleando el método propuesto por Oliver y Beattie (1996), quienes demostraron mediante sus estudios que las especies identificadas por expertos y las morfoespecies identificadas por inexpertos, tiene un 80% de consistencia, por lo cual, se realizó la asignación de especies reconocibles (por medio del uso de caracteres genitales y/o externos). Las morfos determinadas se individualizaron en cada unidad muestreal y se dispusieron en viales de vidrio de tapa plástica con su respectiva etiqueta (datos de localidad y datos de identificación), posteriormente se ingresaron a una base de datos, para luego ser registradas fotográficamente. Las determinaciones de los grupos de edafofauna se realizaron empleando diferentes claves de identificación: Arañas (Jocqué y Dippenaar-Schoeman 2006), Hymenoptera (Fernández 2003, Fernández y Sharkey 2006) todos los demás grupos (Triplehorn y Johnson 2005). En algunos casos, se recurrió a la comparación directa con el material de referencia de la Colección de Entomología, del Instituto de Ciencias Naturales (ICN) de la Universidad Nacional de Colombia, Bogotá.
3. Avifauna Toma de datos en campo: La composición del ensamblaje de aves en los transectos altitudinales fue determinada mediante la ubicación de puntos de muestreo y la captura de individuos con redes de niebla. Para la identificación de las especies empleamos las guías de Hilty y Brown (1986) y Restall et al. (2007). En el caso de los registros auditivos utilizamos la guía sonora de Álvarez et al. (2007), la colección de sonidos de Boesman (2012) y la base de datos de la Fundación Xeno-canto (www.xeno-canto.org). La taxonomía siguió a Remsen et al. en la versión del 12 de junio de 2015. Para la obtención de datos combinamos tres métodos de muestreo que permitieron optimizar los resultados, capturando un mayor número de información representativa en un periodo de tiempo corto (Remsen 1994, Stiles y Rosselli 1998, Stiles y Bohorquez 2000), dichos métodos fueron la detección de individuos por observación directa con la ayuda de binoculares 10X42, la identificación auditiva y su posterior confirmación mediante el uso de una grabadora digital de mano y la captura de individuos mediante redes de niebla de 12 m X 3 m y ojo de malla de 15 mm X 15 mm. Con los datos obtenidos identificamos las especies amenazadas a escala nacional (Renjifo et al. 2002, 2014 y MADS 2014) y/o global (BirdLife 2015, IUCN 2013), las especies endémicas (Stiles 1998, Chaparro-Herrera et al. 2013) y la avifauna migratoria (Fierro-Calderón 2009, Naranjo et al. 2012). Puntos de conteo: En cada estación ubicamos puntos de conteo con banda fija de 50 m, con una distancia de 150 m entre sus centros. Para cada registro tomamos datos como: estación, especie, número de individuos, sexo, tipo de detección, actividad, sustrato, altura promedio de dosel, método de forrajeo y comportamiento social Contamos todas las aves identificadas visual y auditivamente durante un periodo de tiempo de 20 minutos. El número de puntos por estación varió de acuerdo a las condiciones del terreno, la inclinación de la pendiente y la distancia disponible para recorrer en cada estación, sin embargo estos estuvieron distribuidos a lo largo del gradiente altitudinal y fueron censados en lo posible por dos días consecutivos entre las 6:00 y las 9:00 horas y entre las 15:00 y las 18:00 horas. Las observaciones fueron realizadas alternando los puntos de inicio cada día en cada una de las estaciones para reducir la subjetividad de los muestreos. El esfuerzo de muestreo (EM) para las especies detectadas visual y auditivamente fue medido como el número de horas de muestreo por el número de personas involucradas en el registro de especies EM=[(H*d)*P], donde: H = número de horas diarias, d = número de días, P = número de personas (Villareal et al. 2006). No obstante, el esfuerzo de muestreo varió en cada transecto con relación al posible número de puntos ubicados en cada estación de muestreo. Redes de niebla: Definimos la ubicación y el número de redes a instalar teniendo en cuenta las condiciones del terreno en cada estación, la altura de la vegetación, los límites altitudinales, la entrada de luz, entre otras condiciones óptimas para el correcto funcionamiento de las redes, salvaguardando siempre la seguridad y bienestar de las aves durante cada jornada de captura (Ralph et al. 1996, NABC 2001, Villareal et al. 2006). Por este motivo el número de redes por transecto y por estación varió. En general, las redes fueron operadas por dos días consecutivos en cada estación entre las 6:00 y las 11:00 horas, y posteriormente entre 15:00 y las 18:00 cuando las condiciones climáticas fueron favorables. Calculamos el esfuerzo de muestreo en horas-red, donde una hora-red equivale a una red de 12x2 m abierta durante una hora (Villareal et al. 2006). De los individuos capturados se obtuvo un conjunto de medidas morfométricas utilizando un calibrador (precisión 0.1 mm) para registrar el culmen total, culmen expuesto, alto y ancho del pico, ancho de la comisura (GAPE), longitud del tarso, longitud del hálux, longitud, graduación (distancia entre la más larga y la más corta) de las rectrices, longitud del ala, distancia entre primarias-secundarias y envergadura, la masa corporal se obtuvo empleando una balanza digital de 0.1 g precisión. Adicionalmente, se dibujó la silueta del ala extendida en una libreta milimetrada para posteriormente determinar el área alar usando el programa Image J (Rasband 2014). Finalmente, para diferenciar los individuos recapturados se realizó un corte diminuto en una de las plumas externas de la cola; en lo posible todas las aves fueron fotografiadas y liberadas.
4. Anfibios Para la toma de datos en campo se emplearon dos métodos el transecto de banda fija y la búsqueda libre por encuentro visual cronometrado: Transectos de banda fija: Fue un método únicamente fue empleado en Transecto 1 y consistió en instalar una unidad de muestreo de banda fija de 50 metros lineales por 2 metros de ancho en cada estación de muestreo. Cada unidad fue recorrida una vez en el día y otra en la noche por tres observadores usando un tiempo aproximado de 45 minutos. Este método permitió determinar el número de individuos de cada especie encontrada en cada una de las estaciones. Búsqueda libre por encuentro visual cronometrado: Para el muestreo de anfibios en campo se usó un diseño aleatorio de caminatas, haciendo búsqueda por encuentro visual y auditivo limitado por tiempo en las diferentes estaciones (Crump y Scott 1994). Todas las coberturas y puntos de captura fueron georreferenciados. Se hizo búsqueda de anfibios diurna y nocturna, procurando realizar, en lo posible, tres horas tanto en el día como en la noche, entre las 2-5 p.m. y las 6-10 p.m. La búsqueda se realizó en diferentes microhábitats como en cercanía al agua, entre la hojarasca y raíces, bajo piedras, troncos, ramas, hojas, entre la corteza de los árboles, sobre el piso y entre epífitas. Para cada estación se describió la vegetación presente siguiendo la metodología de Rangel-Ch. et al. (1997), para lo cual se tomaron los datos de número y tipo de estratos, porcentaje de cobertura vegetal por estrato y altura promedio por estrato. Estos datos son relevantes para definir requerimientos ecológicos y biológicos de los anfibios, relacionados por ejemplo con la distribución vertical y preferencias de microhábitat de este grupo de vertebrados. Determinación taxonómica: Los ejemplares observados se determinaron hasta el nivel taxonómico más preciso posible, con el apoyo de descripciones de los géneros y especies potenciales para la zona, además de apuntes de bibliografía. Aquellos individuos que no fueron determinados en campo se colectaron para su posterior identificación en laboratorio. Para corroborar y completar tales identificaciones y hacer los análisis posteriores, a los ejemplares observados se les tomaron fotografías haciendo énfasis en caracteres importantes propios de las especies y los siguientes datos: localidad, fecha, hábitat, sustrato, observaciones acerca de comportamiento, diseño y coloración. Todos los animales fueron georreferenciados.La taxonomía aceptada de cada una de las especies se confirmó con la base de datos en línea especializada para anfibios: Amphibian Species of the World (Frost 2015). Toma de datos ecológicos y morfométricos: A todos los individuos observados en las estaciones se les tomó datos de comportamiento y ecología, (actividad observada, tipo de sustrato y estrato donde se encontraban, distancia a cuerpos de agua y tipo de cuerpo de agua). Así mismo se registró datos medioambientales como temperatura y humedad relativa con la ayuda de un termohigrómetro digital marca Labexco. Para todos los especímenes colectados se tomó muestra de tejido, y datos anatómicos y morfométricos tales como: peso, tipo de membrana interdigital, aspectos de la piel, longitud rostro-cloaca, ancho de cabeza, ancho de boca, longitud del antebrazo, fémur, tibia y pie. Las medidas fueron realizadas en la parte izquierda del individuo empleando un calibrador manual de reloj de precisión 0.1 mm, donde también fueron etiquetados.

Se registraron 4963 individuos de plantas, pertenecientes a 68 familias, 140 géneros y 269 especies

1. Weinmannia tomentosa
   rank: species
2. Gaiadendron punctatum
   rank: species
3. Clusia brachycarpa
   rank: species
4. Hedyosmum crenatum
   rank: species
5. Clusia multiflora
   rank: species
6. Macleania rupestris
   rank: species
7. Miconia
   rank: species
8. Clethra fimbriata
   rank: species
9. Ageratina vacciniifolia
   rank: species
10. Ternstroemia meridionalis
    rank: species
11. Vaccinium floribundum
    rank: species
12. Arcytophyllum nitidum
    rank: species
13. Calamagrostis effusa
    rank: species
14. Quercus humboldtii
    rank: species
15. Drimys granadensis
    rank: species
16. Pentacalia pulchella
    rank: species
17. Schefflera trianae
    rank: species
18. Gaultheria myrsinoides
    rank: species
19. Gaultheria anastomosans
    rank: species
20. Myrsine guianensis
    rank: species
21. Disterigma alaternoides
    rank: species
22. Vaccinium meridionale
    rank: species
23. Monochaetum myrtoideum
    rank: species
24. Bejaria
    rank: genus
25. Palicourea
    rank: genus
26. Monochaetum uribei
    rank: species
27. Orthrosanthus chimboracensis
    rank: species
28. Blechnum
    rank: species
29. Miconia summa
    rank: species
30. Bejaria resinosa
    rank: species
31. Carex
    rank: species
32. Myrsine coriacea
    rank: species
33. Viburnum triphyllum
    rank: species
34. Bucquetia glutinosa
    rank: species
35. Diplostephium rosmarinifolius
    rank: species
36. Ladenbergia macrocarpa
    rank: species
37. Symplocos
    rank: genus
38. Themistoclesia vegasana
    rank: species
39. Ilex kunthiana
    rank: species
40. Viburnum tinoides
    rank: species
41. Hesperomeles
    rank: species
42. Arcytophyllum nitidum
    rank: species
43. Miconia ligustrina
    rank: species
44. Plutarchia coronaria
    rank: species
45. Tibouchina grossa
    rank: species
46. Clethra lanata
    rank: species
47. Espeletia boyacensis
    rank: species
48. Gaylussacia
    rank: species
49. Bomarea angustipetala
    rank: species
50. Halenia major
    rank: species
51. Paepalanthus alpinus
    rank: species
52. Cortaderia
    rank: species
53. Disterigma empetrifolium
    rank: species
54. Brachyotum strigosum
    rank: species
55. Meriania haemantha
    rank: species
56. Palicourea demissa
    rank: species
57. Plutarchia coronaria
    rank: species

Se encontraron 974 registros de aves, correspondiente a 11 ordenes, 23 familias, 70 géneros y 85 especies.

1. Diglossa lafresnayii
   rank: species
2. Scytalopus griseicollis
   rank: species
3. Henicorhina leucophrys
   rank: species
4. Turdus fuscater
   rank: species
5. Mecocerculus leucophrys
   rank: species
6. Metallura tyrianthina
   rank: species
7. Anisognathus igniventris
   rank: species
8. Myioborus ornatus
   rank: species
9. Grallaria ruficapilla
   rank: species
10. Myiothlypis nigrocristata
    rank: species
11. Diglossa albilatera
    rank: species
12. Diglossa cyanea
    rank: species
13. Diglossa caerulescens
    rank: species
14. Asthenes flammulata
    rank: species
15. Asthenes fuliginosa
    rank: species
16. Patagioenas fasciata
    rank: species
17. Cistothorus platensis
    rank: species
18. Cinnycerthia unirufa
    rank: species

Se registraron 2072 individuos de artropofauna edáfica pertenecientes a 8 clases, 23 órdenes y 140 familas

1. Staphylinidae
   rank: family
2. Phoridae
   rank: family
3. Sciaridae
   rank: family
4. Gryllidae
   rank: family
5. Entomobryidae
   rank: family
6. Isotomidae
   rank: family
7. Curculionidae
   rank: family
8. Armadillidae
   rank: family
9. Formicidae
   rank: family
10. Chrysomelidae
    rank: family
11. Linyphiidae
    rank: family
12. Ceraphronidae
    rank: family
13. Cosmetidae
    rank: family
14. Sphaeroceridae
    rank: family
15. Nitidulidae
    rank: class
16. Bostrichidae
    rank: family
17. Carabidae
    rank: family
18. Piophilidae
    rank: family
19. Corinnidae
    rank: family
20. Empididae
    rank: family
21. Muscidae
    rank: family
22. Poduridae
    rank: family
23. Scelionidae
    rank: family
24. Sminthuridae
    rank: family
25. Cicadellidae
    rank: family
26. Drosophilidae
    rank: family
27. Dolichopodidae
    rank: family

Se registraron 30 individuos de anfibios, pertenecientes a dos familias y 5 especies

1. Dendropsophus luddeckei
   rank: species
2. Pristimantis
3. Pristimantis miyatai
   rank: species
4. Pristimantis mnionaetes
   rank: species
5. Pristimantis uisae
   rank: species

El Complejo de Páramos Iguaque-Merchán se encuentra situado en la Cordillera Oriental de Colombia, comprende municipios en los departamentos de Boyacá (Arcabuco, Chiquinquirá, Chíquiza, Cómbita, Paipa, Saboyá, Santa Sofía, Sotaquirá, Sutamarchán, Tinjacá y Villa de Leyva), y Santander (Albania, Gámbita y Puente Nacional). Abarca un total de 16.212 hectáreas , entre los 3.150 y 3.820 m de altitud, donde existen tres regiones de vida: franja andina alta, subpáramo y páramo franja alta, y en ellas formaciones de bosque, pajonales, frailejonales, matorrales pantanos y turberas (Cadena et al. 2013). Para la selección y definición de los transectos altitudinales para efectos de este estudio, se buscaron los lugares dentro del complejo que presentaran coberturas vegetales nativas en buen estado de conservación. De esta primera evaluación previa, se estableció que los sectores más conservados del complejo corresponden a los polígonos ubicados en los municipios de Arcabuco y Sotaquirá, concretamente en las veredas Rupavita, Carrizal Bajo, Guaguaní y Avendaños, sectores donde se ubicaron los cinco transectos de muestreo.