Biodiversidad asociada a la modificación del Plan de Manejo Ambiental Integral de Mares

Study Extent

Para el desarrollo del presente Estudio, se delimitaron las áreas de influencia que permiten comprender el impacto ambiental y social de la operación, conforme a los términos de referencia y la metodología para elaboración y presentación de Estudios Ambientales (ANLA, 2018), las cuales abarcan los bloques de interés. Es así como el área de influencia socioeconómica que abarca la física biótica se ubica espacialmente dentro de los mismos seis (6) municipios. De acuerdo con lo anterior, el área de influencia socioeconómica comprende 2354,71 km2, es decir 235.470,42 hectáreas y el área físico-biótica 193.082,24 ha. Se destaca el hecho, que el área de influencia del PMAI de Mares, se modifica respecto a la autorizada mediante la Resolución 1200 del 28 de noviembre de 2013 emitida por la ANLA, dado que, para la presente modificación, como se mencionó anteriormente, la misma fue definida en consideración de los criterios metodológicos establecidos en la Guía para la definición, identificación y delimitación del área de influencia (ANLA, 2018) y en la Guía Metodológica para la elaboración y presentación de los Estudios Ambientales (MADS, 2018), las cuales consideran la máxima manifestación de impactos ocasionados por la ejecución de las estrategias de desarrollo, en los diferentes elementos ambientales. En cuanto a unidades territoriales menores, el PMAI de Mares, se ubica en 130, que pertenecen a los municipios anteriormente citados y cuya distribución que se presenta en la Tabla 1 4. Se incluyen tres (3) categorías asociadas al casco urbano Barrancabermeja: área de expansión urbana (A), zona de expansión industrial (B) y zona urbana (C), además de 85 veredas y 50 sectores de vereda.

Sampling

Este estudio contiene la información asociada a la caracterización de epífitas vasculares y no vasculares, ecosistemas hidrobiológicos y fauna vertebrada. La caracterización de especies de flora vascular y no vascular de habito epifito, rupícola y terrestre se realizó cumpliendo con los Terminos de referencia para el sector hidrocarburos HI-TER-1-03 y lo establecido por el Decreto 2106 del 22 de noviembre de 2019, emitido por el Departamento Administrativo de la función Publica. Para la caracterización de la fauna silvestre en el desarrollo de la modificación del PMAI de Mares, se emplearon diferentes métodos de trabajo en campo, para cada uno de los grupos (anfibios, reptiles, aves y mamíferos). La fase de campo se realizó durante los días 1 al 15 de agosto de 2019 en época de inicio de la segunda temporada de lluvias, evaluando las diferentes coberturas previamente identificadas. Si bien los recorridos y transectos realizados atraviesan diversas coberturas de la tierra, en las cuales se realizaron registros importantes de fauna silvestre, el mayor énfasis en las observaciones y registros se hizo en las coberturas naturales de carácter boscosos y seminaturales como los fragmentos de vegetación secundaria. El muestreo de las comunidades hidrobiológicas se llevó a cabo en los mismos puntos en los que se ejecutó el análisis fisicoquímico. En cada uno de los sitios de monitoreo se tomaron muestras de Perifiton, Zooplancton, Fitoplancton, Macro invertebrados, Fauna Íctica y Macrófitas acuáticas.

Method steps

1. Hidrobiología:Posterior a la identificación de los puntos de monitoreo, se ejecutó la toma de muestras de acuerdo con la comunidad correspondiente. Las muestras fueron rotuladas y registradas en los formatos de campo, incluyendo la fecha, hora, responsable del muestreo, el tipo de comunidad y la metodología de fijación implementada. Las muestras fueron enviadas a AMBIENCIQ INGENIEROS S.A.S. Macroinvertebrados bénticos: La toma de muestras de la comunidad bentónica se hizo teniendo en cuenta la morfología del sistema hídrico, la naturaleza del sustrato, número de cariotipos y la profundidad del cuerpo de agua definieron el sistema de muestreo. Red Surber: Fue realizada mediante la ubicación de la red surber de 450 micras de tamaño de ojo y un área efectiva de muestreo de 900cm2 sobre diferentes sustratos del cuerpo de agua evaluado. La malla colectora fue ubicada en dirección en opuesta a la corriente del agua y luego fue removido el material adherido a las rocas delimitadas por el cuadrante. En cuerpos lóticos se hacen 20 cuadrantes por estación (transecto 50m), máximo 10 estaciones por cuerpo de agua, área muestreada 0,45 m2. En sistemas lénticos se hacen 20 cuadrantes por estación (radio de 10m), máximo 2 puntos por cada 100m2 de cuerpo de agua. Draga: Para zonas con profundidades mayores a 30cm, con sustratos blandos como barro, arena fina, fango, entre otros, se utilizó una draga (tipo Ekman) Ésta presenta unas dimensiones máximas de 30 x 30 x 30 cm con un área de muestreo de 0,05 m2. La unidad de muestreo para caracterizar la comunidad bentónica, correspondió a un área de 0,1 m2, para lo cual se realizaron tres (3) lances de draga por punto de muestreo, alcanzado un área máxima de 0,15 m2. En la Fotografía 1.66 y Fotografía 1.67 se ilustra la metodología aplicada para la toma de macroinvertebrados. Las muestras fueron fijadas con etanol al 70% y almacenadas en frascos previamente rotulados, garantizando su protección y transporte al laboratorio bajo condiciones de refrigeración a 6°C. Para el conteo y determinación de los individuos las muestras fueron lavadas, rehidratadas y separadas por morfoespecie para facilitar su posterior determinación taxonómica (APHA- AWWA- WEF, 2017). Cabe mencionar que el laboratorio encargado de la toma de muestras y su correspondiente análisis se encuentra debidamente acreditado ante el IDEAM para la ejecución de estas actividades. Perifiton: La colecta de las muestras se efectuó raspando con un cepillo los sustratos naturales presentes en los puntos monitoreados (troncos, piedras y hojas), en un área conocida (cuadrante de perifiton de 9,00 cm2). Cada muestra fue llevada a un volumen de 45 ml de agua destilada y posteriormente fue preservada mediante la adición de 5 ml de solución Transeau (agua destilada, alcohol al 90% y formol al 40% en proporciones 6:3:1). Se adicionaron 5 gotas de Lugol para teñir las paredes celulares de los microorganismos y por último se procedió a almacenarlas a una temperatura de 6°C. (APHA- AWWA-WEF, 2017). Plancton: Fitoplancton: Las muestras fueron tomadas con la ayuda de una red de plancton, con diámetro de ojo de malla de 46 µm, que permite la colecta de organismos mayores a este diámetro, además de la concentración de la muestra. Se utilizó un recipiente de volumen de agua conocido (balde de 10 L) para efectuar la filtración de la muestra por la red. Esta consta de un cono o colector ubicado en la parte inferior, en el cual se concentran los organismos colectados. En sistemas lóticos se lleva a cabo un filtrado de 100l, máximo en 5 profundidades por punto de muestreo (transecto de 50m), haciendo un máximo de 10 estaciones de muestreo por cuerpo de agua. En los sistemas hídricos de naturaleza léntico el filtrado de 100l se ejecuta máximo en 5 profundidades por estación de muestreo dentro de un radio de 10m y máximo 2 estaciones por cada 100m2 de cuerpo de agua. Posterior a la filtración, se prosiguió con el almacenamiento de las muestras en frascos ámbar, las cuales fueron fijadas utilizando 5ml de solución Transeau en proporción 1:1 por volumen de muestra; adicionalmente se agregaron 5 gotas de Lugol, por cada 45 ml de muestra, para facilitar la identificación en el laboratorio. Por último, se procedió con la marcación y almacenamiento en las neveras de icopor. Zooplancton: La colecta de las muestras se efectuó de forma similar al fitoplancton, con la ayuda de una red de plancton de mayor micraje (60 µm), ya que el tamaño de estos organismos es superior al del fitoplancton. Los muestreos en sistemas lóticos y lénticos se ejecutan de la misma manera que para el fitoplancton. Una vez tomadas las muestras se procedió a depositarlas en los frascos debidamente etiquetados. Posteriormente, se adicionaron a las muestras, trazas de bórax que evita o reduce la contracción o distorsión de los organismos. Una vez narcotizados y luego de 30 minutos, se añadió la solución conservante o fijadora (Etanol 70 %), 5ml por cada 45 ml de muestra, para su posterior traslado al laboratorio. Fauna Íctica: Para el registro de la fauna íctica de usaron dos metodologías diferentes. La primera fue la captura directa de individuos en cada uno de los cuerpos de agua, mediante el uso de dos artes de pesca diferentes que, a continuación, son descritas. La segunda consistió en aplicar encuestas a los residentes de las zonas aledañas acerca de las especies presentes en los sistemas hídricos monitoreados, durante las diferentes épocas del año, esto con el fin de poder reportar especies que, por sus hábitos migratorios, no fue posible capturar durante los períodos en los que se llevó a cabo el monitoreo. Captura de ejemplares: Las faenas de pesca se desarrollaron usando atarraya y nasa, con un esfuerzo de pesca de entre 30 minutos y 60 minutos. Para la atarraya se usó una red con 1,5 m de diámetro, en los cuerpos lóticos se realizaron 30 lances a lo largo de un transecto de 50 m, por punto. En los cuerpos lénticos se realizaron 30 lances por cada 100 m2 de cuerpo de agua. En cuerpos de agua que no superaron el metro de profundidad, se emplea una nasa (60 cm de diámetro y 2 mm de ojo de malla). En sistemas lóticos se realizaron 20 barridos de 2m por punto, en un transecto de 50m. En los cuerpos hídricos de naturaleza léntica se realizaron 20 barridos de 2m por punto, en un radio de 10 m, por cada 100m2 de cuerpo de agua Los individuos capturados fueron fotografiados en vista lateral, superior e inferior. Adicionalmente se tomaron fotografías detalladas de las aletas pélvicas, pectorales, anal, dorsal y caudal, así como de la cabeza en vista lateral, superior, inferior y frontal. Posteriormente dichas especies fueron liberadas al medio. Las especies que no fueron identificadas en campo se colectaron en frascos de vidrio transparentes y fueron preservados en Etanol al 70%. Los ejemplares colectados y envasados fueron transportados en neveras de icopor hasta el laboratorio de hidrobiología de AMBIENCIQ INGENIEROS S.A.S de la ciudad de Bogotá. Encuestas: Habitantes mayores de edad de la zona, fueron encuestados, con el fin de obtener información de las especies de la fauna íctica con hábitos estacionales o migratorios, que impiden que puedan ser registrados y/o capturados en el momento del monitoreo de los sistemas hídricos. Así mismo, permiten obtener información relacionada con la riqueza de los grupos de vertebrados e indicios sobre los estados poblacionales, nombres comunes empleados localmente y la importancia de estas especies a nivel comercial y/o cultural. Para la toma de esta información, se tuvo preferencia por pobladores involucrados directamente en la actividad pesquera y se procedió a indagar sobre la ictiofauna que se observa habitualmente. La encuesta se realizó mediante la ayuda de un catálogo de identificación en el que aparecen fotografías de especies de interés pesquero de los diferentes grupos taxonómicos con distribución en la cuenca del Magdalena. En los casos donde alguna de las especies fue identificada por el encuestado, se registraron en formatos de campo los siguientes datos: nombre vernáculo para la zona, hábitat, época del año y abundancia relativa con la que ha sido observada. Igualmente se indagó por los meses en los que se presenta la subienda y la bajanza, la temporada en la que se encuentra la mayor cantidad de hembras ovadas, la época de mayor volumen de capturas en las faenas de pesca y los potenciales lugares de cría y desove Macrófitas Acuáticas: Para la caracterización de esta comunidad en sistemas lóticos, se hacieron 10 cuadrantes por punto, en un transecto de 50m perpendicular a la orilla del sistema, dividiendo éste entre el área terrestre y el área acuática (zona litoral), dependiendo de la longitud de los parches de macrófitas (Esteves, 1998). Por medio de un cuadrante de dimensiones conocidas (1m x 1m), se estimaron las coberturas (porcentaje) de las diferentes plantas que quedaron ubicadas dentro del cuadrante. En los sistemas lénticos se realiza el mismo procedimiento, pero dentro de un radio de 10m y máximo 2 puntos por cada 100m2 de cuerpo de agua. Luego de obtener las coberturas, fueron tomados ejemplares de cada una de las morfoespecies existentes en el punto, para lo cual fueron extraídos ejemplares que presentaran en lo posible estructuras reproductivas (flores y frutos), raíces y hojas completas. El material colectado se limpió previamente con abundante agua, con el fin de eliminar los excesos de materia orgánica o sedimento adherido a las raíces u hojas y se prensó en papel periódico. Cada espécimen envuelto en periódico fue humedecido con alcohol al 70% (por medio de un atomizador) para su preservación y secado en el laboratorio. Se tomó el registro fotográfico de todas las especies registradas, al igual que a cada uno de los cuadrantes estimados durante el monitoreo. Por último, el material fue envuelto en cartón y amarrado firmemente, para poder ser embalado en neveras de icopor y ser así transportado hasta el laboratorio para su posterior identificación. Fase de laboratorio: En esta etapa se realizó el análisis de las muestras colectadas en campo mediante la determinación de la composición y abundancia de las comunidades hidrobiológicas en las estaciones de monitoreo evaluadas . Perifiton y Plancton: El recuento e identificación de los organismos se realizó utilizando una placa Sedgwick-Rafter. Se contabilizaron los organismos encontrados en las diferentes tiras de visión. Este proceso se realizó utilizando un microscopio de luz compuesto, en aumentos 10x y 40 x, de acuerdo con lo propuesto en la metodología implementada en APHA (American Public Health Association), AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods Edición 23 (2017). Macroinvertebrados: Las muestras fueron separadas en tamices de diferente micraje (425µm y 2 mm) y analizadas sobre cajas de Petri, con ayuda de un estereoscopio y/o microscopio según fuera necesario. Para la identificación de los organismos se utilizó bibliografía especializada como Integrated Taxonomic Information System (ITIS). Fauna Íctica: La identificación de los organismos se efectuó hasta el nivel más bajo posible con ayuda de bibliografía especializada como Dahl & Medem (1964), Dahl (1971), Miles (1971), Román (1995), Galvis et al. (1997), Maldonado-Ocampo et al. (2005) e Integrated Taxonomy Information System (ITIS). Para este fin, se utilizó equipo óptico (micro y estereoscopio en aumentos entre 10 y 40X), según los requerimientos del espécimen, teniendo en cuenta caracteres meriticos y de pigmentación. Macrófitas acuáticas: Para las macrófitas acuáticas, la identificación se basa en la observación de las estructuras vegetativas y florales de las plantas. Cuando es necesario se diseccionan las macrófitas con la ayuda de un estereoscopio (aumentos de 0,65x a 6x), pinzas y agujas finas. La identificación: APHA (American Public Health Association), AWWA (American Water Works Association) y WPCF (Water Pollution Control Federation), en el Standard Methods Edición 23 (2017).
2. Fauna: Los métodos de captura implementados para los diferentes grupos de fauna, como trampas de caída, trampas Sherman, redes de Niebla, fueron ubicados en los fragmentos de coberturas naturales más representativos, estos métodos de captura fueron complementados con puntos fijos de observación de acuerdo a la presencia de especies, permitieron un adecuado registro de especies de fauna abarcando las diferentes coberturas de la tierra existentes en el área de Influencia de la modificación PMAI de Mares. Anfibios y reptiles: Para la caracterización de la herpetofauna (anfibios y reptiles) en el área de Influencia de la modificación del PMAI de Mares se utilizaron tres (3) métodos: Búsqueda por encuentros visuales y transectos de banda auditiva: Se realizaron recorridos de observación en las diferentes coberturas, estos recorridos se efectuaron durante dos intervalos de tiempo en el día, uno en la mañana (8:00-10:00 horas aproximadamente) y uno en la tarde-noche (17:00-21:00 horas aproximadamente), buscando optimizar el muestreo durante el periodo de tiempo de mayor actividad de los individuos y durante los cuales se registraron de manera visual y auditiva los individuos presentes en cada una de las coberturas muestreadas. El método usado fue el de transectos de longitud y ancho variables, y registros por encuentro visual y/o auditivo (VES). Se incluyeron búsquedas de fases larvales en ambientes acuáticos (para especies con metamorfosis), y remoción de hojarasca, troncos en descomposición y rocas, en todos los microhábitats. En campo, los ejemplares observados se identificaron a nivel de especie, y se usaron como apoyo textos y guías (algunas ilustradas). Con el fin de encontrar la mayor cantidad de especies durante el muestreo, se buscaron individuos asociados a vegetación, borde de lagunas, ciénagas, caminos, hojarasca, bajo piedras y troncos y todos aquellos lugares que se constituyen hábitat potencial para anfibios y reptiles hasta 5 metros por encima del suelo. Adicionalmente se realizaron capturas directas, con ganchos herpetológicos de acuerdo con las metodolgías aprobadas por la ANLA en el permiso de recolección de especímenes de la biodiversidad aprobado mediante la resolución 00058 del 21 de enero de 2019. Trampas de caída (Pitfall): Se instalaron trampas de caída con barrera (Pitfall) en dos coberturas en los bloques Centro y Lisama. Las trampas se colocaron en líneas de cinco baldes, separados entre sí por dos barreras plásticas de dos metros cada una (4 metros en total entre baldes) con el fin de registrar especies terrestres y/o semifosoriales. Los puntos en donde se colocaron las trampas se escogieron teniendo en cuenta las características y el grado de conservación de las coberturas. Las trampas se revisaron dos veces al día para garantizar que los individuos que allí cayeran no pudieran escapar, o que permanecieran demasiado tiempo dentro de los baldes. Entrevistas Semiestructuradas: Teniendo en cuenta que los hábitos de las especies de anfibios y reptiles son predominantemente nocturnos y se presentaron limitaciones para desarrollar actividades de muestreo en campo en estos horarios, se implementaron entrevistas semiestructuradas con los habitantes de la zona, preguntando sobre la existencia de diferentes especies y apoyando las mismas con el uso de guías ilustradas que permitieran identificarlas. La información obtenida mediante este método especialmente para el grupo de reptiles fue filtrada de acuerdo con la experticia del profesional y verificando la concordancia con la distribución de las especies en la zona, según la literatura científica existente. La información así obtenida fue tabulada como presencia y ausencia de especies, mas no se cuantifico abundancia. Esfuerzo de Muestreo: Teniendo en cuenta los recorridos de observación realizados y los diferentes métodos utilizados para la caracterización de la herpetofauna, se obtuvo el siguiente esfuerzo de muestreo Metodología Esfuerzo de muestreo Observación directa (recorridos de observación):16 recorridos=88 horas/hombre Trampas de caída (Pitfall): 5 trampas por estación -24 horas X 5 días = 600 horas Trampa Identificación de especímenes: La determinación taxonómica de los individuos capturados y observados fue realizada basada en la experticia del profesional y el uso de claves especializadas y para clasificación taxonómica e implementación de los nombres científicos. La determinación se basó en las nomenclaturas de Frost para el grupo de anfibios y Uetz, Freed & Hošek para los reptiles, teniendo en cuenta la versión publicada en el mes de agosto del año 2019. La mayoría de los individuos fueron identificados en campo y aquellos que no pudieron ser identificados fueron sacrificados, montados y fijados para su posterior determinación con apoyo de expertos de la Universidad Nacional de Colombia y el Instituto Alexander von Humboldt, de acuerdo con las técnicas, metodologías y preservación establecidas en la Resolución 00058 del 21 de enero de 2019. Los especímenes se depositaron en la colección de reptiles del Instituto de Ciencias Naturales (ICN) adscrito a la Universidad Nacional de Colombia (COL) y en la colección de anfibios y reptiles del Instituto Alexander Von Humboldt, Claustro San Agustín. Aves: Para la caracterización de la avifauna presente en el área de influencia de la modificación del PMAI de Mares se tomó como referencia la metodología presentada en el Manual de métodos para el desarrollo de inventarios de biodiversidad del Programa de Inventarios de Biodiversidad de Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt. Se emplearon métodos de detección directa mediante la observación directa y el registro de cantos y vocalizaciones, en recorridos y puntos de conteo, así como la captura temporal de individuos con redes de niebla. Transectos y puntos de observación: Se realizaron 28 recorridos de observación en las diferentes coberturas, durante los cuales, en aquellas coberturas de interés por presentar mayor diversidad de aves, se establecieron puntos fijos de observación que permitieron el avistamiento y registro de un mayor número de especies. Los transectos de observación y registro de la avifauna, se iniciaron a las 5:00 a.m. y se extendieron hasta las 10:00 a.m., coincidiendo con las horas de mayor actividad de la avifauna, posteriormente se hicieron recorridos en horas de la tarde 15:00 a 18:00 horas, horario en el que se registra un segundo pico de actividad de la avifauna permitiendo el registro de otras especies con hábitos vespertinos. Los recorridos de observación y la ubicación de los diferentes métodos de muestreo para el registro de la avifauna se establecieron procurando lograr una representatividad espacial del área de influencia definida para el componente faunístico, las coordenadas de los diferentes transectos y puntos realizados para la caracterización de la avifauna en la modificación del PMAI de Mares. Se muestrearon diferentes coberturas vegetales, incluyendo cultivos de palma de aceite (Palm), Pastos limpios (Pl), Pastos enmalezados (Pe), Pastos arbolados (Pa), Vegetación secundaria (Vs), Bosque denso alto (Bda), Bosques de tierra firme alto (Btfa) y Bosques de tierra firme bajo (Btfb), Bosque galería y ripario (Bgr), Plantación forestal (Pf), Lagunas, lagos y ciénagas naturales (Ll). y cuerpos de agua (Ca) principalmente. Captura de individuos con redes de niebla: Teniendo en cuenta las coberturas en las que se implementaron los recorridos de observación y registro de la avifauna, en los mismos se instalaron líneas de redes de niebla, en coberturas naturales y seminaturales para la captura de aves que son de difícil avistamiento, como las asociadas al sotobosque. Se instalaron 21 de redes de niebla de 12 metros de largo por 2,5 metros de alto y ojo de malla de 36 mm por estación de muestreo. Se establecieron 6 estaciones de muestreo en diferentes coberturas de la tierra durante el desarrollo de la modificación del PMAI de Mares. Las redes se ubicaron en puntos estratégicos de acuerdo con las coberturas seleccionadas y la presencia de recursos tales como; flores, frutos, cuerpos de agua, etc., Algunas de las coberturas caracterizadas, Bosque de galería ripario (Bgr), Vegetación secundaria (Vs) y otras coberturas de la tierra, las coberturas asociadas a las diferentes áreas en donde fueron colocadas las redes de niebla. Las redes de niebla, se operaron entre las 6:00 y 8:00 horas y entre las 16:00 y las 18:00 horas, con revisiones periódicas cada 15-20 minutos aproximadamente. Los individuos se desenredaron de las redes y se colocaron en bolsas de tela para ser transportados a una estación de medición. La manipulación de los individuos se realizó en el menor tiempo posible, se tomó registro fotográfico por cada uno de los individuos capturados. Finalmente, fueron liberados en el mismo lugar de captura. Esfuerzo de muestreo De acuerdo con la implementación de los métodos anteriormente descritos, para la caracterización de la avifauna, se obtuvo el siguiente esfuerzo de muestreo. Observación = 31 recorridos (7 Horas diarias), 217 horas/hombre. Redes de Niebla = 21 redes (12 metros) X 4 Horas/día X 5 días = 420 Horas red. Identificación de especímenes: La determinación taxonómica de los individuos capturados y observados fue realizada basada en la experticia del profesional y la utilización de claves especializadas como la deHylty & Brown, y Ayerbe-Quiñones. No fueron colectados individuos de manera definitiva, ya que todas las determinaciones se hicieron en campo. Los individuos capturados en las redes de niebla fueron medidos y determinados, posteriormente liberados en la misma zona de captura, se obtuvieron registros fotográficos de las especies capturadas. Mamíferos: La caracterización de la Mastofauna fue realizada mediante diferentes metodologías, que son sugeridas en las evaluaciones ecológicas rápidas y en el Manual de Métodos para la elaboración de estudios de Biodiversidad del Instituto Alexander von Humboldt, como apropiadas para lograr una adecuada caracterización. En este orden de ideas y teniendo en cuenta el análisis previo de las coberturas existentes, se determinó hacer muestreos mediante métodos de captura y registro directo en las coberturas naturales como los Bosques galería y ripario (Bgr), Vegetación Secundaria (Vs), para otras coberturas antropizadas como los pastos arbolados (Pa), cultivos de palma (Palm), pastos enmalezados (Pe) y Pastos arbolados (Pa), se adelantó la caracterización mediante recorridos de observación y registro de indicios para lograr una adecuada evaluación de los mamíferos existentes. Recorridos de observación: Se realizaron 34 recorridos de observación en las diferentes coberturas, los recorridos de observación fueron realizados de 6:00 a 9:00 y posteriormente se hicieron observaciones en horas de la tarde desde las 15:00 horas hasta las 20:00 horas, durante estos recorridos se obtuvo el registro de mamíferos, que aunque presentan hábitos crípticos, dejan indicios como huellas, heces que permiten determinar su presencia en diferentes coberturas. Los transectos de observación y la ubicación de los diferentes métodos de muestreo, se establecieron procurando lograr una representatividad adecuada del área de influencia definida para el componente faunístico. Redes de niebla: La caracterización de mamíferos voladores se realizó mediante el uso de redes de niebla que fueron colocadas en bordes de coberturas boscosas y seminaturales, seleccionadas dentro de los recorridos de observación que se habían establecido. En los Transectos de observación y registro se seleccionaron coberturas vegetales adecuadas para la ubicación de las redes de niebla, buscando áreas de paso de los murciélagos. Se colocaron líneas grupos de cuatro (4) redes de Niebla durante dos (2) días en cada estación seleccionada. Se seleccionaron cinco (5) estaciones diferentes, y fueron activadas desde las 18:00 hasta las 21:00, revisadas cada 15 minutos para extraer los animales capturados, los cuales se depositaron temporalmente en bolsas de tela, para su posterior determinación mediante el uso de guías especializadas, luego del registro fotográfico los especímenes fueron liberados en el mismo sitio de captura. Trampas Sherman: La caracterización de los mamíferos pequeños se realizó mediante la implementación de trampas Sherman colocadas en áreas boscosas, determinadas como hábitats preferenciales para este grupo. Se establecieron tres (3) estaciones para la ubicación de 15 Trampas Sherman en cada una, las trampas fueron ubicadas cada cinco (5) metros de manera lineal en coberturas boscosas asociadas a los tres bloques identificados en el área de influencia de la modificación del PMAI de Mares. Las Trampas fueron revisadas diariamente y recebadas en horas de la mañana. Cámaras de Fototrampeo: Los mamíferos grandes son preferencialmente de hábitos nocturnos y de difícil avistamiento, para su caracterización se ubicaron cámaras de fototrampeo en las coberturas naturales en diferentes puntos de interés. Se implementaron cámaras de fototrampeo, para el registro de grandes mamíferos, en diferentes coberturas. Se instalaron cinco estaciones de registro de una o dos cámaras trampa, para un total de 10 cámaras trampa que permanecieron activas durante las 24 horas de 10 días de muestreo, estas fueron revisadas cada dos días para verificar los registros realizados y el funcionamiento de las mismas Esfuerzo de muestreo: Teniendo en cuenta los recorridos de observación realizados y los diferentes métodos utilizados para la caracterización de la mastofauna, se obtuvo el siguiente esfuerzo de muestreo: Observación directa (recorridos de observación)=32 recorridos:256 horas/hombre. Trampas Sherman=45 trampas X 10 días X 24 Horas = 10800 Horas Trampas. Cámaras de Fototrampeo=10 X 10 días X 24 Horas = 2400 Horas Trampa. Redes de Niebla=4 redes X 3 Horas X 2 Días: 24 horas Red por Estación, (5 estaciones de 4 Redes). Identificación de especímenes: La determinación taxonómica de los individuos capturados y observados fue realizada basada en la experticia del profesional y la utilización de claves especializadas y para clasificación taxonómica e implementación de los nombres científicos. La determinación se basó en la propuesta taxonómica establecida por Solari et al (2013). La mayoría de los individuos fueron identificados en campo y aquellos que no pudieron ser identificados fueron colectados en líquido y depositados en la colección de mamíferos del Instituto de Ciencias Naturales de la Universidad nacional de Colombia.
3. Caracterización de Especies Vasculares y No Vasculares de Habito Epífito, Rupicola y Terrestre: Para la caracterización de la flora vascular y no vascular presente dentro del área de influencia del PMAI de Mares, fueron establecidas un total de 348 parcelas, distribuidas en las distintas coberturas y ecosistemas registrados. Sobre los forófitos identificados fueron inventariadas las epifitas vasculares y no vasculares. Para las especies en veda localizada en otros sustratos se establecieron 348 parcelas de 1x1m. En cada parcela se seleccionaron ocho (8) forófitos de forma aleatoria, siempre y cuando la cobertura lo permitiera en algunos casos como pastos limpios o pastos enmalezados se tuvieron menos forófitos. La selección de forófitos se realizó teniendo en cuenta algunas pautas basadas Wolf et al. (1993) y Gradstein et al. (2003), que son las siguientes: En cada árbol se realizó la caracterización de epífitas vasculares, briofitos, hepáticas, antoceros y líquenes, se siguió las pautas de la metodología RRED (sigla derivada del nombre en inglés de la metodología: Rapid Representative Epiphyte Diversity), tal como lo expone Gradstein et al. (2003). En cada forófito se registraron sus coordenadas geográficas mediante un dispositivo de posicionamiento global (GPS), asimismo, se realizó su marcación en un lugar visible con pintura de tráfico pesado. Caracterización de especies vasculares y no vasculares La caracterización de especies en vasculares y no vasculares se realizó siguiendo algunos criterios como la distribución vertical en el forófito, el tipo de individuo, el hábito, entre otros. Debido a que, las especies vasculares y no vasculares son diferentes en su biología, requieren metodologías apropiadas para cada organismo, a continuación, se describen los detalles para llevar a cabo, un buen registro de los individuos. Distribución vertical: Para evaluar la distribución vertical de las epifitas sobre los forófitos, cada árbol fue muestreado en cuatro niveles o estratos verticales: (Fuste, Dosel interno, Dosel Medio y Dosel externo), basados en la metodología modificada de Johansson (1974). En donde, el estrato I, corresponde al fuste, el estrato II, es el dosel interno, el estrato III, el dosel medio y el estrato IV, es el dosel externo del árbol. Especies vasculares de hábito epifito: La colecta de datos de especies epífitas vasculares se desarrolló mediante inspección ocular directa, en cada forófito se tomó datos de composición, abundancia y estructura de la flora epífita que estén presentes a lo largo del transecto, se registró de manera ordenada la zona vertical del árbol. Para la estimación de especies de bromelias y orquídeas que crecen de manera clonal, se consideró como mejor opción el conteo del número de colonias o manchones de cada una de las especies (Wolf et al, 2009 y Gradstein et al, 1996). A partir de la información secundaria consultada (catálogo fotográfico y bases de datos) se determinaron las especies in situ, cada ejemplar inventariado fue georeferenciado y fotografiado, las especies no identificadas, se prensaron y se llevaron a herbario para su posterior determinación. La colecta de las especies que se encontraban en los estratos de la copa media y superior, se realizó con la ayuda de una desjarretadera botánica que permitió acceder a estos estratos superiores. Especies vasculares de hábito terrestre y rupícola: Con la revisión previa de especies de la zona, se pudo ver que no hay gran diversidad de especies vasculares terrestres y rupícolas para el área de influencia de la modificación del PMAI de Mares, por lo tanto, en cada parcela de 50m*20 m, se realizó un conteo de cada uno de los individuos, en el caso de las especies que crecen en forma clonal se contabilizaron como un individuo. Especies No vasculares de hábito epifito: Para la toma de información de epífitas no vasculares se realizó una descripción detallada de cada una de las especies presentes en cada forófito (composición, abundancia y estructura) y se procedió a realizar el muestreo en el fuste del árbol (Gradstein et al., 2003). En cada forófito se realizó el inventario de estas especies en tres sectores, en la base del tronco, en el medio del tronco aproximadamente a 1m del suelo y en una parte más alta aproximadamente a los 1,40 m (Modificado de Iwatzuki, 1960; Wolf, 1993). Las especies fueron observadas con lupa y el inventario fue restringido a una plantilla de acetato cuadriculada de 20 x 20 cm, donde se hizo el levantamiento del porcentaje de cobertura de cada epífita, calculando la cobertura de cada una de las especies de epifitas no vasculares expresada en porcentaje (%) y pasada a cm2 (Modificado de Iwatzuki, 1960; Wolf, 1993). Especies No vasculares de hábito terrestres y rupícola: Para las especies no vasculares presentes en afloramientos rocosos o terrestres, se realizó una subparcela de 1m * 1m, en aquellas rocas de gran tamaño o en palos en donde se evidenció la presencia de estas especies. En cada subparcela se tomó una coordenada por medio de GPS. Colecta de material botánico: La colecta de especies se realizó teniendo en cuenta que el ejemplar colectado fuera representativo, saludable y estuviera fértil, es decir que, además de las hojas y partes vegetativas también incluyera flores y frutos, para que la identificación pueda ser más precisa (Sánchez-González y González Ledesma, 2007). Especies vasculares: Las especies vasculares tienen variedad de hábitats y morfología, por lo tanto, se requiere tratamientos diferentes que sean adecuados para poder capturar y herborizar correctamente cada uno de los individuos. En el caso de las especies pequeñas se recolectan completas con las raíces, tallos rastreros o subterráneos, para las especies grandes se incluye la base de las hojas y tallo en una cantidad suficiente para poder ver la variación en las hojas nuevas y antiguas. Las flores y frutos grandes se seccionan en partes más pequeñas, de tal forma que se pueda ver las características de crecimiento (Sánchez-González y González Ledesma, 2007). Una vez tomada la muestra botánica se depositan en una bolsa plástica independiente con etiquetas para poder realizar un seguimiento de la muestra. Cada muestra se colocó en un costal de fibra buscando acomodarlas de manera que se mantuvieran en las mejores condiciones y que no quedaran ejemplares a la intemperie. Especies No vasculares: En el caso de las especies no vasculares se observaron con ayuda de lupas y se extrajeron del forófito mediante el uso de una navaja o machete, incluyendo en la muestra una pequeña porción del sustrato (corteza), también se tuvo en cuenta, tener ejemplares con esporofito, necesario para la identificación. Prensado y alcoholizado del material botánico: Después de que el ejemplar se ha extraído o cortado debe prensarse tan rápido como sea posible, para mantener las características de la especie y de esta forma poder identificar la especie. La disposición de los ejemplares se realiza de tal manera que se pueda tener una perspectiva del haz, el envés y las flores. Especies vasculares: Cada ejemplar se dispuso entre hojas de papel periódico de formato 60 x 30 cm doblado por la mitad, adecuando las hojas de papel para que se pueda ver el haz y el envés de las hojas de la planta, así como las estructuras reproductivas en el primer plano de la muestra. Cada muestra se marcó en el papel con lápiz de cera con el número de colección. En cuanto a la familia Bromeliaceae, que poseen hojas arrosetadas, las plantas pequeñas se prensaron completas teniendo cuidado en no dañar la roseta; en los individuos con un gran tamaño se dobló las hojas basales, las inflorescencias grandes se dividieron en dos o tres secciones conservando el eje basal, uno medio y uno apical, de tal manera que ocuparon una hoja de papel periódico (Sánchez-González y González Ledesma, 2007). Respecto a las especies de la familia Orchidaceae, también se tuvo en cuenta el tamaño de la especie, por lo tanto, especies de porte bajo se colectaron completos, las especies de gran porte se seccionaron en partes vegetativas contiguas, adicionalmente a la recolección de las hojas, flores y frutos, se recolectaron los bulbos, los rizomas, las raíces u otras partes subterráneas que fueron importantes para su identificación (Sánchez-González y González Ledesma, 2007). El material prensado se apiló en paquetes de 20 a 30 cm de altura y con la ayuda tres o cuatro hojas dobles de papel periódico fueron envueltos, de manera que la cara abierta de las hojas de periódico en las que se encontraban las muestras se mantuviera descubierta, de esa forma sobre este paquete se ejerció presión y con la ayuda de una cuerda se procedió a su amarre, con un nudo en cruz lo más ajustado posible. Se juntaron hasta tres paquetes por bolsa de formato 100 x 70 de calibre 5 a 7, una vez acomodadas las muestras, sobre estas se esparció alcohol al 75%, hasta que quedó empapado todo el material, luego se selló la bolsa de alcoholizar con doble nudo utilizando cuerda de nylon. Especies No vasculares: Las muestras fueron depositadas en bolsas de papel que mantienen una mejor calidad cuando se van a almacenar, estas fueron marcadas con la fecha y número de forófito o de la parcela. El material colectado se dispuso en un lugar fresco, seco y con buen flujo de aire para realizar el secado a temperatura ambiente colocando las bolsas abiertas (Sánchez-González y González Ledesma, 2007).
4. La caracterización y cuantificación de las diferentes unidades florísticas se realizaron mediante un inventario forestal estadístico, con una probabilidad del 95% y error de muestreo no mayor del 15% por unidad de cobertura vegetal y ecosistema; acorde con lo solicitado por los términos de referencia HI-TER-1-03 establecidos para Proyectos de Explotación de Hidrocarburos la Metodología General para la Elaboración y Presentación de Estudios Ambientales del año 2018 establecida por el Ministerio de Ambiente y Desarrollo Sostenible (MADS) y la Autoridad Nacional de Licencias Ambientales (ANLA) mediante la Resolución 1402 del 25 de Julio de 2018 del MADS. Para el presente estudio se utilizaron dos tipos de muestreo. Un muestreo aleatorio simple para las coberturas vegetales que sirve como insumo para el cálculo aproximado de aprovechamiento forestal por cobertura. Por otro lado, también se realizó un muestreo estratificado al azar donde los estratos correspondieron a los ecosistemas identificados en el área de influencia. Para la caracterización de pastos limpios se han elaborado parcelas en cada bioma, que corresponden a 53, distribuidas así: 9 en el helobioma húmedo tropical y 44 en el zonobioma húmedo tropical. Para la caracterización de pastos arbolados se han elaborado 65 parcelas, distribuidas 11 en el helobioma húmedo tropical y 54 en el zonobioma húmedo tropical. Para la caracterización de pastos enmalezados se han elaborado 28 parcelas distribuidas en cinco (5) en el helobioma húmedo tropical y 23 en el zonobioma húmedo tropical. Para la caracterización de bosque denso alto de tierra firme se han elaborado 43 parcelas distribuidas así: tres (3) en el helobioma húmedo tropical y 40 en el zonobioma húmedo tropical. Para la caracterización de bosque denso bajo de tierra firme se establecieron 36 parcelas, distribuidas cuatro (4) en el helobioma húmedo tropical y 32 en el zonobioma húmedo tropical. Para la caracterización de bosque fragmentado se han elaborado parcelas 71, distribuidas 12 en el helobioma y 59 en el zonobioma. Para la caracterización de bosque de galería y ripario se han elaborado 61 parcelas distribuidas 37 en el helobioma y 24 en el zonobioma. Para la caracterización de herbazal denso inundable arbolado se han elaborado seis (12) parcelas distribuidas cinco (5) en el helobioma y siete (7) en el zonobioma. Para la caracterización de vegetación secundaria alta se han elaborado parcelas 54 distribuidas 6 en el helobioma y 48 en el zonobioma. Para la caracterización de vegetación secundaria baja se han elaborado 51 parcelas distribuidas en cada bioma, cinco (5) en el helobioma y 46 en el zonobioma. Para la caracterización de bosque denso alto inundable se han elaborado 8 parcelas distribuidas en cada bioma, dos (2) en el helobioma y 6 en el zonobioma. Para la caracterización de bosque denso bajo inundable se han elaborado 11 parcelas distribuidas en cada bioma, cinco (5) en el helobioma y 6 en el zonobioma. Para la caracterización de herbazal denso inundable no arbolado se han elaborado 7 parcelas distribuidas en cada bioma, cuatro en el helobioma y tres en el zonobioma. Para la caracterización de herbazal denso de tierra firme arbolado se han elaborado 5 parcelas distribuidas en cada bioma, dos en el helobioma y tres en el zonobioma. Para la caracterización de herbazal denso de tierra firme no arbolado se han elaborado 5 parcelas distribuidas en cada bioma, una en el helobioma y cuatro en el zonobioma.

Este recurso contiene un total de 51.224 registros biológicos, pertenecientes a los reinos Fungi (9.9819), Plantae (31.641), Animalia (5.242), Chromista (2.559), Protozoa (1.482) y Bacteria (481). El reino Fungi está agrupado en 5 clases, 12 ordenes, 27 familias y 56 géneros. Un 57% esta clasificado a nivel de especie y 41% a género.

1. Fungi
   rank: kingdom
2. Arthoniomycetes
   rank: class
3. Dothideomycetes
   rank: class
4. Eurotiomycetes
   rank: class
5. Lecanoromycetes
   rank: class
6. Candelariomycetes
   rank: class

El reino Plantae está agrupado en 14 clases diferentes, 64 ordenes, 184 familias y 463 géneros. Un 82% esta clasificado a nivel de especie, 17% a género y 1% a familia.

1. Plantae
   rank: phylum
2. Anthocerotopsida
   rank: class
3. Bryopsida
   rank: class
4. Chlorophyceae
   rank: class
5. Conjugatophyceae
   rank: class
6. Florideophyceae
   rank: class
7. Jungermanniopsida
   rank: class
8. Liliopsida
   rank: class
9. Lycopodiopsida
   rank: class
10. Magnoliopsida
    rank: class
11. Polypodiopsida
    rank: class
12. Pteridopsida
    rank: class
13. Tracheophyta
    rank: class
14. Trebouxiophyceae
    rank: class
15. Ulvophyceae
    rank: class
16. Zygnematophyceae
    rank: class

El reino Animalia está agrupado en 20 clases, 78 ordenes, 253 familias y 458 géneros. Un 53% esta clasificado a nivel de especie, 33% a género, 5% a familia, 5% a clase y 4% a categorías superiores.

1. Animalia
   rank: kingdom
2. Actinopterygii
   rank: class
3. Amphibia
   rank: class
4. Arachnida
   rank: class
5. Aves
   rank: class
6. Bdelloidea
   rank: class
7. Bivalvia
   rank: class
8. Branchiopoda
   rank: class
9. Clitellata
   rank: class
10. Collembola
    rank: class
11. Diplopoda
    rank: class
12. Elasmobranchii
    rank: class
13. Gastropoda
    rank: class
14. Insecta
    rank: class
15. Malacostraca
    rank: class
16. Mammalia
    rank: class
17. Maxillopoda
    rank: class
18. Monogonta
    rank: class
19. Ostracoda
    rank: class
20. Reptilia
    rank: class
21. Trepaxonemata
    rank: class

El reino Chromista está agrupado en 10 clases, 28 ordenes, 33 familias y 39 géneros. El 100% esta clasificado a nivel de género.

1. Chromista
   rank: kingdom
2. Bacillariophyceae
   rank: class
3. Chrysophyceae
   rank: class
4. Ciliatea
   rank: class
5. Coscinodiscophyceae
   rank: class
6. Dinophyceae
   rank: class
7. Eustigmatophyceae
   rank: class
8. Mediophyceae
   rank: class
9. Oligohymenophorea
   rank: class
10. Synurophyceae
    rank: class
11. Xanthophyceae
    rank: class

El reino Protozoa está agrupado en 4 clases, 3 ordenes, 9 familias y 14 géneros. El 99% esta clasificado a nivel de género y 1% a clase.

1. Protozoa
   rank: kingdom
2. Euglenoidea
   rank: class
3. Filosia
   rank: class
4. Heliozoa
   rank: class
5. Lobosa
   rank: class

El reino Bacteria está agrupado en 1 clase, 6 ordenes, 13 familias y 16 géneros. El 100% esta clasificado a nivel de género.

1. Cyanobacteriia
   rank: class
2. Bacteria
   rank: kingdom

El Plan de Manejo Integral de Mares abarca tres áreas operativas denominadas bloques Centro, Lisama y Llanito. localizadas en el departamento de Santander, en seis (6) de sus municipios: I). Barrancabermeja, II). Betulia, III). Carmen de Chucurí, IV). San Vicente de Chucurí, V). Simacota y VI). Puerto Wilches. Estos tres (3) bloques constituyen el área intervención comprendida por 104.020.13 hectáreas.