Levantamientos portuarios de fitoplancton, zooplancton, perifiton y macrozoobentos en el Pacífico colombiano

Study Extent

Se realizó la evaluación de diferentes sustratos (Pilotes, boyas, rocas, manglares, etc) en tres departamentos puertuarios del pacífico colombiano Tumaco, Buenaventura, Bahía Solano. Abarcando los tres puertos presentes en estos municipios.

Sampling

En cada una de las 3 zonas portuarias (Tumaco, Buenaventura, Bahía Solano), se tomaron parámetros fisicoquímicos (profundidad, temperatura, salinidad, oxígeno disuelto, transparencia, nutrientes (nitrógeno total, fosforo total, silicatos), clorofila a, y muestras biológicas (fitoplancton, zooplancton, perifiton, macrozoobentos, macrofitobentos). En el primer muestreo (25 de septiembre a 9 de octubre de 2016), se colectaron 324 muestras (19 fisicoquímicos, 72 fitoplancton, 72 zooplancton, 89 perifiton, 56 macrozoobentos, 16 macrofitobentos) en 29 puntos de muestreo. En el segundo muestreo, se colectaron 347 muestras (31 fisicoquímicos, 72 fitoplancton, 84 zooplancton, 84 perifiton, 57 macrozoobentos, 19 fitobentos. Las muestras fueron transferidas en su totalidad al laboratorio de Limnología de la Universidad Jorge Tadeo Lozano, donde fueron analizadas. Las muestras de agua para análisis de nutrientes fueron procesadas en un laboratorio externo.

Method steps

1. Primer Muestreo (25 de septiembre a 9 de octubre de 2016): El primer muestreo fue ejecutado por 4 personas de la Universidad Jorge Tadeo Lozano (Prof. M. Ahrens, estudiantes J.S. Osorio, K. Prado, K.M. Serna). En cada una de las 3 zonas portuarias, se tomaron parámetros fisicoquímicos (profundidad, temperatura, salinidad, oxígeno disuelto, transparencia, nutrientes (nitrógeno total, fosforo total, silicatos), clorofila a, y muestras biológicas (fitoplancton, zooplancton, perifiton, macrozoobentos, macrofitobentos). Las muestras de agua para análisis de nutrientes fueron procesadas en un laboratorio externo (Laboratorio Prodycon). Segundo Muestreo (24 al 27 de julio de 2017): El segundo muestreo fue ejecutado por 6 personas de la Universidad Jorge Tadeo Lozano (C. Andramunio-B. Solano, S. Hermosilla-Tumaco, Prof. M. Ahrens-Tumaco, estudiantes K. Prado, L. Bernal, J.S. Osorio-B. Solano). En Bahía Solano, Tumaco y Buenaventura, se visitaron los mismos puntos que fueron muestreados durante el primer muestreo, colectando parámetros fisicoquímicos (profundidad, temperatura, salinidad, oxígeno disuelto, transparencia, nutrientes (nitrógeno total, fosforo total, silicatos), clorofila a, y muestras biológicas (fitoplancton, zooplancton, perifiton, macrozoobentos, macrofitobentos).
2. Parametros Fisicoqumicos: Las variables fisicoquímicas de temperatura (°C), salinidad (psu), oxígeno disuelto (mg L-1) y porcentaje de saturación de oxígeno (%) se midieron in-situ entre 0-1 m de la superficie, haciendo uso de una sonda multiparamétrica (Hach HQ40d) previamente calibrada. Adicionalmente se midió la profundidad (m) por medio de una ecosonda y transparencia (m) mediante el lance del disco Secchi. Complementariamente se tomaron muestras de 250 mL de agua a igual profundidad con una botella Van-Dorn de 3 L para determinar otros parámetros ex situ, como las concentraciones de hierro, silicio, nitrógeno total, nitrógeno amoniacal y fósforo total. Los recipientes se conservaron con cadena de frio y fueron trasladados al laboratorio de Limnología de la Universidad Jorge Tadeo Lozano, donde posteriormente se enviaron a un laboratorio acreditado por el IDEAM, el cual realizó los análisis correspondientes, según Standard Methods de APHA-AWWA-WEF (Clesceri et al., 1998). Para la determinación de la clorofila-a se colectó una muestra de 200 mL, la cual se pasó a través de filtros GF/F en cada punto de muestreo. Los filtros se almacenaron en sobres de papel aluminio a baja temperatura; una vez en el laboratorio la clorofila se preservó a -4ºC para su posterior análisis por espectrofotometría en el Laboratorio de Limnología de la Universidad Jorge Tadeo, siguiendo Rice et al. (2005). La extracción se llevó a cabo en una cámara oscura macerando el filtro en un mortero con 3 mL de acetona al 90% hasta obtener una papilla blanca que posteriormente se pasó a un tubo de centrífuga plástico de 15 mL, debidamente marcado y protegido de la luz. Una vez finalizado este proceso, el mortero fue lavado con 5 mL de la solución de acetona y esta solución resultante fue vertida en el tubo de centrífuga; luego de esto se aforó el volumen dentro del tubo hasta 10 mL con solución de acetona al 90%. Los tubos con las muestras se almacenaron en nevera a una temperatura de -4ºC donde permanecieron por 24 h. Transcurrido el tiempo dentro de la nevera, fueron centrifugadas a 2.000 rpm durante 20 min y el sobrenadante se trasladó a tubos de centrífuga limpios con las mismas características de protección; los nuevos tubos fueron llevados nuevamente a la nevera por 3 h para su posterior lectura. Para esto se utilizó un espectrofotómetro marca Thermo Scientific que inicialmente se calibró con la solución patrón (acetona 90%); una vez realizado este proceso se efectuaron las lecturas correspondientes a 665 y 750 nm. Después de la lectura, se realizó la corrección por presencia de feofitinas, por lo cual se acidificó la muestra con dos gotas de HCl 1 N, dejando por 90 s; posterior a la acidificación se realizó una nueva lectura a 665 y 750 nm. El ancho de la celda utilizado para la lectura en el espectrómetro fue de 1 cm.
3. Zooplancton: Con el fin de caracterizar cualitativa y cuantitativamente la comunidad zooplanctónica en cada una de las estaciones de puertos y referencia, se llevaron a cabo arrastres superficiales rectos durante 1 min con una red cónica de zooplancton de 0,38 m de diámetro de boca y 130 μm de ojo de malla, a la cual se le instaló un flujómetro mecánico Hydro-Bios previamente calibrado para cuantificar el volumen filtrado. Con el fin de evitar la turbulencia generada por los motores de la embarcación la red se ubicó al costado de la misma, de esta manera se realizaron tres arrastres (réplicas) por estación, obteniendo así 9 muestras por cada una de las 6 zonas muestreadas, para un total de 54 en cada muestreo. Las muestras se fijaron con etanol al 70%, permitiendo que los organismos colectados preserven la mayor parte de sus estructuras externas, adicionalmente se adicionó cloruro de magnesio (MgCl2) a fin de mantener a los individuos en una posición relajada, lo que facilitó su posterior identificación (Boltovskoy, 1981; Suthers y Rissik, 2008). Previo a su análisis, las muestras de zooplancton se homogenizaron. Utilizando una micropipeta Pasteur, se tomaron 2 ml de la muestra, los cuales se depositaron en una cámara de conteo Bogorov de igual volumen. Este procedimiento se llevó a cabo hasta que la curva de riqueza por morfotipos acumulados se estabilizara. La estabilización de estas curvas presentó variaciones entre las estaciones. Se observaron entre 14 y 30 mL indicando en este punto la colecta de un número de taxa representativo de la comunidad (Ludwig y Reynolds, 1988; Ramírez, 1999). La observación de los individuos se hizo mediante un microscopio invertido Zeiss Promivert en aumentos de 4x, 10x y 40x. Los organismos fueron contados y separados; se realizaron montajes semipermanentes con glicerina al 5%, permitiendo efectuar microdisecciones y observar con mayor detalle diferentes estructuras como, maxilípedos, mandíbulas, maxilas y patas, las cuales son importantes para una correcta identificación taxonómica de las especies (Gaviria y Aranguren, 2003; Martínez-Barragán et al., 2009). La identificación se llevó preferiblemente hasta la categoría de especie para ejemplares adultos. Para los estadios larvales o juveniles, esta se hizo hasta el nivel más bajo posible. Se utilizaron claves específicas para cada uno de los grupos, copépodos (Bjorberg, 1981; Nishida, 1985; Campos-Hernández y Suárez-Moreles, 1994; Palomares et al., 1998; Bradford-Grieve et al., 1999; Boltovskoy, 1999; Boxshall y Halsey, 2004), decápodos (Medellín-Mora, 2005; Naomi et al., 2006) cladóceros, ostrácodos, moluscos, sifonóforos, larvas y demás grupos como radiolarios, tintinidos, chaetognatos, entre otros (Rocha y Matsumura, 1976; DeDoyd y Smith, 1977, Boltovskoy, 1981; Elmoor-Loureiro, 1997; Boltovskoy, 1999; Carvajal et al., 2009; Al-Yamani et al., 2011). Las identificaciones fueron verificadas por expertos externos expertos como R. Böttger-Schnack del Helmholtz Centre for Ocean Research Kiel (GEOMAR), S. Gaviria del Department of Limnology and Bio-Oceanography, Universidad de Viena, J. Dorado de la Universidad Nacional de Colombia y P. R. Dueñas de la Universidad Jorge Tadeo Lozano, los cuales prestaron su asesoría para la correcta identificación y confirmación de las especies. La caracterización de la estructura del zooplancton se realizó a partir de los datos de abundancia para cada categoría taxonómica. La densidad de individuos se estandarizó a número de individuos por metro cúbico (ind m-3) según lo propuesto por Smith y Richardson (1979).
4. Perifiton: Para el muestreo del perifiton algal se colectaron muestras cualitativas y cuantitativas correspondientes a tres zonas portuarias (Tumaco, Buenaventura y Bahía Solano). La colecta se realizó mediante raspado de sustratos naturales y artificiales (Pilotes, Boya, Manglar, Arrecife y Barco). Se empleó un cuadrante con un área de 36 cm2 como plantilla para demarcar el área de muestreo y con un cepillo de dientes se removieron los organismos perifíticos (Ilustración 1). En total se colectaron cinco cuadrantes (5 x 36 cm2) lo que corresponde a un área total de 180 cm2 por punto. En cada zona, se colectaron 4 muestras en sustratos diferentes (boya, manglar, pilote, y casco de embarcación para Bahía Solano). La información del área muestreada en cada punto y las observaciones respectivas se diligenciaron en el formato de campo. Por zona portuaria y de referencia adyacente, se muestrearon 4 puntos, para un total de 8 estaciones monitoreadas por cada área en el mes de Septiembre- Octubre de 2016 y Mayo-Julio de 2017. Posteriormente, el perifiton algal removido del sustrato fue re-suspendido en un frasco de 250 ml con etanol al 80%, al cual se le agregó de 1 a 3 mL de solución Lugol hasta tomar un color miel para facilitar la identificación en el laboratorio. Finalmente, las muestras fueron marcadas, registradas en las cadenas de custodia y almacenadas en una nevera de icopor (Standard Methods, 2012, Cavanagh et al., 1994, Barbour et al., 1999) para su posterior traslado al Laboratorio de Limnología de la Universidad Jorge Tadeo Lozano de Bogotá. Otro parametro fisicoquimico que se tuvo en cuenta para el analisis de perfiton fue fue la rugosidad del sustrato, el cual se determinó cualitativamente teniendo en cuenta las diferentes contexturas que presentan los materiales monitoreados donde se asignaron puntajes clasificándose de la siguiente manera: Boya (1), Pilote de Metal (2), Pilote de Cemento (3), Manglar (4) y Arrecife (5). Para la identificación y ubicación taxonómica de estas comunidades se utilizaron microscopios ópticos marca Zeiss (Axio y Primovert), placas para el montaje de las muestras y claves taxonómicas de Kofoid y Skossberg (1928), Cupp (1943), Steidinger (1964), Wahlquist (1964), Avaria (1965), Taylor (1987), Vidal y Carbonell (1977), Pesantes (1978), Mora (1993) y Corchuelo y Moreno (1983), entre otros. Además, se realizaron dibujos, descripciones para la identificación de los organismos encontrados, se hizo un registro fotográfico de las especies encontradas y se realizó una limpieza de las muestras con el método de oxidación para diatomeas sugerido por Hasle y Fryxell (1970). Por último, se hicieron montajes de placas y fueron revisadas en un microscopio óptico a 100x por el profesor Luis Alfonso Vidal Velásquez, especialista en taxonomía de microalgas de la Universidad del Magdalena, para su determinación, donde se llegó hasta la categoría más baja posible.
5. Macrozoobentos (incluye Anthozoaria): Para la coleción de macrozoobentos epibentoncio, en cada punto de muestreó se realizaron raspados al epibentos (comunidades de "fouling") adherido a sustratos duros sintéticos y naturales (pilotes, columnas, embarcaderos, boyas, rocas, etc.), durante los momentos de baja marea (a una profundidad de 0-2 m relativo a la superficie). Para este fin, se ubicó un cuadrante de 0,5 m x 0,5 m, al que se adhirió una bolsa de malla de 500 μm, donde se almacenó el material retirado por medio de una espátula ancha del metal (barretón). Previo a los raspados del sustrato, se tomaron fotos de cada localización del muestreo. Posteriormente, las muestras fueron preservadas en frascos plásticos con etanol al 80%. Se colectaron tres réplicas por cada punto de muestreo, para estandarizar el esfuerzo del muestreo y el área de cobertura recolectada. El material preservado fue analizado en el Laboratorio de Limnología de la Universidad Jorge Tadeo Lozano, Sede Bogota, separando y identificando el macrobentos de los siguientes grupos: Mollusca, Crustacea (excluyendo cirrpedia), Echinodermata, Polychaeta y Cnidaria (Anthozoa) hasta el nivel taxonómico mas bajo posible.
6. Fitoplancton: Con el fin de hacer el muestreo representativo se escogieron, en cada área, tres puntos de muestreo en zonas portuarias (P) y tres puntos en las zonas de referencia (F). En cada uno de ellos se colectaron muestras de la comunidad fitoplanctónica cualitativamente mediante arrastres superficiales (menos 1 m profundidad) circulares, con red de fitoplancton de ojo de malla de 21 um. En cada punto, se tomaron tres réplicas, cada una de un minuto de duración a una velocidad constante de 5 km/h, correspondiendo a una distancia aproximada de 80 m. Para la identificación taxonómica del fitoplancton, se homogenizó cada muestra y posteriormente se analizó una alícuota de 1 ml gota por gota, bajo un microscopio óptico (Nikon modelo SE), con objetivos de 10x, 40x y 100x con el fin de identificar por mínimo los géneros y en otros casos las especies (o morfotipos asimilables). Con el fin de determinar la composición de la comunidad fitoplanctónica, se identificaron taxonómicamente los morfotipos observados, y posteriormente, se reportó su presencia en cada muestra y réplica colectada. Mediante estadística descriptiva se determinó la riqueza por phylum y clase taxonómica, para cada área, zona (puertos vs. referencia) y época muestreada. Con el fin de determinar si la composición fitoplanctónica de las muestras colectadas durante las dos jornadas de muestreo presentaban similitud entre área (Buenaventura, Tumaco y Bahía Solano), o zona (portuaria o referencia) e incluso ambas, se ejecutaron varios tipos de análisis de clasificación de similitud composicional para cada una de ellas. Es importante resaltar que para el análisis haciendo uso de cada una de las réplicas donde se tenían solamente datos binarios (presencia/ausencia) fue necesario ejecutar un análisis de similitud mediante el índice de Jaccard. Posteriormente para comparar la similitud composicional entre puntos de muestreo, se calculó la ocurrencia de cada morfotipo como la frecuencia (suma de las presencias) en las tres réplicas de cada punto de muestreo (R1 + R2 + R3), con el fin de dar relevancia al número de apariciones de cada taxa.

Este recurso contiene un total de 32.437 registros, pertenecientes a 5 reinos, Animalia (18.265), Chromista (12.665), Bacteria (947), Plantae (524) y Protozoa (36). Con un 57% clasificado a nivel de especie, 28% a género, 4% a clase, 4% a orden, 1% a familia, 1% a sublcase, 1% a filo y 1% infraorden. El reino Animalia está distribuido en 7 filos, 14 clases, 43 ordenes, 106 familias, 142 géneros y 148 especies. Con un 58% clasificado a nivel de especie, 16% a género, 8% a clase, 8% a orden, 2% a familia, 2% a sublcase, 2% a filo y 2% infraorden.

1. Anthozoa
   rank: class
2. Appendicularia
   rank: class
3. Bivalvia
   rank: class
4. Branchiopoda
   rank: class
5. Gastropoda
   rank: class
6. Hexanauplia
   rank: class
7. Hydrozoa
   rank: class
8. Malacostraca
   rank: class
9. Ophiuroidea
   rank: class
10. Ostracoda
    rank: class
11. Polychaeta
    rank: class
12. Polyplacophora
    rank: class
13. Thaliacea
    rank: class
14. Thecostraca
    rank: class
15. Animalia
    rank: kingdom

El reino Chromista está distribuido en 5 filos, 7 clases, 40 ordenes, 68 familias, 102 géneros y 184 especies. Con un 60% clasificado a nivel de especie, 39% a género y 1% a familia.

1. Bacillariophyceae
   rank: class
2. Coscinodiscophyceae
   rank: class
3. Dictyochophyceae
   rank: class
4. Dinophyceae
   rank: class
5. Globothalamea
   rank: class
6. Mediophyceae
   rank: class
7. Oligotrichea
   rank: class
8. Chromista
   rank: kingdom

El reino Bacteria está distribuido en 1 clase, 4 ordenes, 15 familias, 19 géneros y 6 especies. Con un 74% clasificado a nivel de género, 23% a especie y 1% a filo.

1. Cyanophyceae
   rank: class
2. Bacteria
   rank: kingdom

El reino Plantae está distribuido en 2 filos, 4 clases, 7 ordenes, 10 familias, 11 géneros y 2 especies. Con un 86% clasificado a nivel de género y 14% a especie.

1. Plantae
   rank: kingdom
2. Chlorophyceae
   rank: class
3. Trebouxiophyceae
   rank: class
4. Ulvophyceae
   rank: class
5. Zygnematophyceae
   rank: class

El reino Protozoa está distribuido únicamente en el género Euglena.

1. Euglena
   rank: genus
2. Protozoa
   rank: kingdom

Los datos fueron tomados en las zonas portuarias más importantes del Pacífico Colombiano, abarcando los municipios de Bahía Solano, Buenaventura y San Andrés de Tumaco. Pertenecientes a tres departamentos.