Biota presente en el humedal Chicualí, departamento del Tolima

Study Extent

El proyecto se ejecutó en el humedal Chicualí ubicado en la vereda Chicualí, jurisdicción del municipio San Luis, departamento del Tolima. Pertenece a la subzona hidrográfica río Totare, comprende un área aproximada de 1.3 hectáreas de zona inundable y una altura promedio de 450 m.s.n.m.

Sampling

AVIFAUNA: Para la determinación de la composición taxonómica de la avifauna se realizaron muestreos mediante el uso de redes de niebla y la observación por puntos de conteo (Ralph et al., 1993; Ralph et al., 1996), esto con el objetivo de abarcar una mayor área circundante al humedal. MACROINVERTABRADOS: Se utilizaron redes tipo D, y se recolectó material del fondo y la superficie del agua, y sustratos. PLANCTON: Se utilizaron redes de malla fina. Se elaboró una ficha de campo en donde se registraron los datos de la localidad y del hábitat de la zona muestreada.

Quality Control

En el proceso de estructuración y validación de los datos, se realizó el control de la calidad de la información. A continuación, se enumeran los procesos asociados a esta actividad: 1. Revisión de la información documentada asociada a los datos biológicos; 2. Estructuración de los datos en el estándar Darwin Core (DwC) según elementos, definiciones y vocabularios controlados; 3. Validación y limpieza de la información consignada en el DwC, 3.1. Corrección de errores de tipeo, para esta tarea se usó OpenRefine, adicionalmente se identificaron datos erróneos como sinonimias, con el uso de Species Matching, COL | The Catalogue of Life; 4. Finalmente, la base datos DwC se validó haciendo uso del Validador de datos - GBIF.

Method steps

1. Se realizó el avistamiento de aves y el levantamiento los macroinvertebrados presentes en el humedal Chicualí, para ello se llevó a cabo la siguiente estrategia metodológica: AVIFAUNA i. Trabajo de campo: i.i. Redes de niebla. En zonas cercanas al humedal y con evidente flujo de aves se extendieron cinco redes de niebla de 2.5 m de alto x 12 m de largo y 36 mm de malla, según el procedimiento descrito por Ralph et al. (1996). La instalación de las redes se realizó poco antes de iniciar el muestreo (Wunderle, 1994) y se abrieron en los 15 minutos siguientes al amanecer. La revisión se realizó en intervalos de 30 minutos para asegurar la integridad de los ejemplares (Consejo de Anillamiento de Aves de Norteamérica, 2003; Ralph et al. 2008) según las condiciones climáticas de la zona de vida. Las redes se abrieron durante un día en horario de 06:00-11:00 y 15:00-17:30, para conseguir un esfuerzo de 37.5 horas red/muestreo. La extracción de las aves capturadas se realizó bajo los métodos de sujeción del cuerpo y la técnica de patas primero, descritas por Ralph et al. (1993) y Ralph et al. (1996), proporcionando agilidad en la extracción de los ejemplares y garantizando su integridad. Las aves se preservaron dentro de bolsas de tela de algodón (individualmente); prontamente, se sacaron de las bolsas para tomar los datos relacionados con edad, condición física, estado reproductivo y medidas morfométricas. Toda la información se registró en formatos de campo siguiendo las recomendaciones de la NABC (2003) y Ralph et al. (2008). Una vez procesadas, las aves fueron liberadas. Algunos individuos fueron colectados, preparados e ingresados a la Colección Zoológica de la Universidad del Tolima (CZUT-OR); i.ii. Conteo por puntos. Mediante el uso de binoculares, se contaron, identificaron y registraron las aves detectadas desde un sitio definido o “punto de conteo”. Cada punto (en total seis) abarcó una superficie circular de 50 m de radio y dentro de él se contaron todas las aves avistadas y escuchadas a lo largo de diez minutos, anotándolas en el orden en que fueron detectadas, junto con los datos correspondientes a localidad: número del punto, fecha, hora, coordenadas, tipo de registro (visual y/o auditivo), nombre de la especie, número de individuos, hábitat y distancia del individuo al borde del agua (Modificado de Ralph et al., 1996). Una vez pasado el tiempo, se realizó un nuevo muestreo en el punto de conteo consecutivo -procurando causar el mínimo de perturbación a las aves e iniciando el conteo desde la llegada al lugar-. Con el fin de evitar contar a un mismo individuo en puntos de conteo diferentes, estos estuvieron separados entre sí a una distancia aproximada de 100 m (Ralph et al., 1996). Debido a que en ocasiones la identificación in situ de algunas especies resultó difícil, se procedió a ubicar el individuo mediante el método de “Búsqueda Intensiva” (Ralph et al., 1996), con el fin de fotografíalo para su posterior identificación. ii. Trabajo de laboratorio: Para la determinación hasta el nivel de especie de los individuos capturados en campo y los observados en los transeptos, se emplearon las guías de Hilty y Brown (2001); Restall et al. (2006) y McMullan et al. (2010). El listado general de las aves siguió la nomenclatura y orden taxonómico sugerido por Remsen et al. (2016). Los individuos colectados fueron preparados como pieles redondas acorde a las metodologías convencionales de las colecciones científicas (Villareal et al., 2004) y se les registró la información correspondiente a peso, sexo, tamaño/desarrollo gonadal, coloración de las gónadas, contenido estomacal, cantidad de grasa subcutánea, estado de la osificación del cráneo, número de colector, número de catálogo y comentarios. En el análisis de los datos, se calculó la abundancia relativa (%) a nivel de órdenes, familia y especies de aves registradas. A cada uno de los registros de aves obtenidos mediante las dos metodologías empleadas, se les consignó la categoría ecológica siguiendo las recomendaciones de Stiles y Bohórquez (2000).
2. MACROINVERTEBRADOS i. Métodos de campo: Para la colecta de macroinvertebrados acuáticos, se tomaron cuatro puntos equidistantes del humedal y se tomaron muestras a nivel superficial con la red D, removiendo las raíces de material vegetal flotante. Así mismo se tomaron muestras de lodo para establecer la fauna de macroinvertebrados acuáticos asociados con el fondo. El material obtenido, se colocó en frascos plásticos y se fijó con formol al 70%, se etiquetó y se llevó una ficha de campo. ii. Métodos de Laboratorio: Los organismos capturados se separaron en alcohol al 70% y se determinaron al más bajo nivel taxonómico posible con un estereomicroscopio Olympus SZ40 y un microscopio Olympus CH30. Para la determinación taxonómica se realizaron micropreparados del material colectado y se emplearon las claves y descripciones de McCafferty (1981), Machado (1989), Needham y Needham (1991), Rosemberg y Resh (1993), Lopretto y Tell (1995), Roldán (1996, 2003), Muñoz-Q. (2004), Merrit y Cummins (2008), Domínguez y Fernández (2009) y posteriormente fueron ingresados a la Colección Zoológica de la universidad del Tolima CZUT-Ma. iii. Análisis de Datos: Se determinó la abundancia relativa a partir del número de individuos colectados y su relación con el número total de individuos de la muestra. Se evaluó además la calidad del agua a partir del método BMWP/Col. el cual es un método sencillo y rápido para evaluar la calidad del agua usando los macroinvertebrados como bioindicadores. El método solo requiere llegar hasta el nivel de familia y los datos son cualitativos (presencia o ausencia).
3. PLANCTON. Fitoplancton y zooplancton. i. Métodos de campo: Se utilizó una red de malla fina con tamaño de poro definido para fitoplancton de 25 µ, que permiten observar de manera cualitativa las comunidades de plancton existentes en la zona. Con la red los organismos se obtienen por filtración y la selección se realiza según sea el tamaño del poro. La red arrojadiza consta de un tronco con un diámetro de aproximadamente 25 cm y una longitud de 1 m. Se realiza la filtración de 50 litros de a través de la red. Las muestras fueron depositadas en frascos de 500 ml y preservadas con formol buferizado al 10%. Adicionalmente se elaboró una ficha de campo en donde se registraron los datos de la localidad y del hábitat de la zona muestreada, además cada una de las estaciones fue descrita y georreferenciada con GPS marca GARMIN. ii. Métodos de laboratorio: Se realizó la determinación y conteo del fitoplancton y zooplancton con la ayuda de un microscopio óptico Motic BA- 210 en el objetivo de 40 X, usando la cámara de conteo Sedgwick-Rafter (SR), que limita el área y volumen, permitiendo calcular las densidades poblacionales después de un periodo de asentamiento considerable, mediante un conteo en bandas (APHA, 1992; Ramírez, 2000). Esta cámara de excavación rectangular consta de 20 mm de ancho, 50 mm de largo y 1 mm de profundidad para un volumen total de 1 ml (Ramírez, 2000). De igual forma se realizaron montajes de placas al microscopio para la observación e identificación de los organismos con objetivo de 40X. Se analizaron 30 campos en 1 ml de cada una de las muestras. Se eligieron varias áreas o campos de conteo siguiendo un sistema de muestreo al azar correspondiente a treinta campos. Según McAlice (1971), los campos se determinan a partir de la relación entre el número de especies detectadas y el número de campos contados, que para el conteo corresponderían a treinta campos donde se puede establecer el 90% de los organismos totales o la representatividad y confiabilidad acorde a la submuestra obtenida (Ramírez, 2000). Por otra parte, si en los campos de conteo determinados (30 campos), no se alcanzaron los cien individuos, se continúa con el conteo hasta llegar a este valor para el taxón más abundante (cien individuos), al mismo tiempo que se registran las abundancias de los demás taxones en la muestra. La densidad de células por unidad de área fue calculada siguiendo la fórmula (APHA, 1992; Ramírez, 2000). La identificación taxonómica de las algas se hizo siguiendo las claves de Yacubson (1969), Prescott (1968), Needham y Needham (1982), Streble y Krauter (1987), Lopretto y Tell (1995), Ramírez (2000), y Bellinger y Sigee (2010), e ilustraciones de algas en el libro de APHA (1999). Además, se soportó la determinación de las algas con la base de datos electrónica (Guiry y Guiry, 2013). iii. Análisis de datos: Densidad relativa. Se determinó la densidad relativa (AR%) a partir del número de individuos colectados de cada género y su relación con el número total de individuos de la muestra; ésta se utilizó con el fin de establecer la importancia y proporción en la cual se encuentra cada género con respecto a la comunidad.

Todas las aves fueron identificados a nivel de especie y los macroinvertebrados fueron identificados a nivel de familia. En total, se registran 24 especies entre los dos grupos taxonómicos para el humedal Chicualí, así: AVIFAUNA: Se reportan 21 especies, pertenecientes a 20 géneros, 13 familias y siete ordenes. El orden más diverso corresponde Passeriformes con trece especies. La especie más frecuente en la zona de estudio es Forpus conspicilatus, con cuatro avistamientos.

1. Cathartidae
   rank: family
2. Trochilidae
   rank: family
3. Columbidae
   rank: family
4. Momotidae
   rank: family
5. Icteridae
   rank: family
6. Parulidae
   rank: family
7. Pipridae
   rank: family
8. Thamnophilidae
   rank: family
9. Thraupidae
   rank: family
10. Tyrannidae
    rank: family
11. Ardeidae
    rank: family
12. Threskiornithidae
    rank: family
13. Psittacidae
    rank: family

MACROINVERTEBRADOS: Se reportan tres taxones pertenecientes a los phyllum Annelida (1) y Arthropoda (2). Dentro de estos, la clase más diversa corresponde a Insecta con dos familias.

1. Naididae
   rank: family
2. Psychodidae
   rank: family
3. Syrphidae
   rank: family

PLANCTON: Se reportan cerca de diez taxones pertenecientes a los reinos Plantae (1), Chromista (3), Animalia (3), y Protozoa (3).

1. Arthropoda
   rank: phylum
2. Nematoda
   rank: phylum
3. Rotifera
   rank: phylum
4. Foraminifera
   rank: phylum
5. Ochrophyta
   rank: phylum
6. Charophyta
   rank: phylum
7. Amoebozoa
   rank: phylum
8. Euglenozoa
   rank: phylum

El estudio fue realizado en el humedal laguna de Chicualí, jurisdicción del municipio de San Luis, vereda Chicualí, departamento del Tolima.